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细胞工程实验方案设计范文

细胞工程实验方案设计

细胞工程实验方案

设计题目：

小鼠肝脏上皮细胞系的建立

设计者：

班级生物1101

姓名刘鑫

3085

指导教师：

陈晓明

日期：

11月11日

西南科技大学

生命科学与工程学院

1、基本原理

（1）基本概念

（二）细胞冻存及复苏原理

2、操作器材、设备及灭菌处理

（1）准备室的设备

（2）配液室的设备

（三）培养室的设备

（四）细胞培养用液的配制器材与试剂

（五）灭菌操作

3、基本用液的配置

（1）水的制备

（2）PBS的制备与消毒

（3）胰蛋白酶溶液的配制与消毒

（4）血清的灭活

4、实验步骤

（一）传代前准备工作

（二）取材

（三）原代培养

（四）传代培养

（五）细胞纯化

（六）细胞系的建立

（七）细胞冻存

（八）冻存细胞的复苏

5、实验记录及基本注意事项

（一）基本注意事项

（二）实验记录

小鼠肝脏上皮细胞系的建立

动物细胞培养（animalcellculture）就是从动物机体中取出相关的组织，将它分散成单个细胞（使用胰蛋白酶或胶原蛋白酶）然后，放在适宜的培养基中，让这些细胞生长和增殖。

这个实验方案就是选取小鼠肝脏上皮利用动物细胞培养技术建立细胞系。

1、基本原理

（一）基本概念

1、原代培养（primaryculture）

直接从有机体中取出的细胞、组织或器官开始进行体外培养直到第一次传代为止。

这种培养称之为原代培养。

2、传代培养（subculture）

细胞从一个培养皿以1：

2或1：

2以上的比率转移或移植到另一个器皿的培养，这种培养称之为传代培养。

（二）细胞冻存及复苏原理

在不加任何条件下直接冻存细胞时，细胞内和外环境中的水都会形成冰晶，能导致细胞内发生机械损伤、电解质升高、渗透压改变、脱水、PH改变、蛋白变性等，能引起细胞死亡。

如向培养液加入保护剂，可使冰点降低。

在缓慢的冻结条件下，能使细胞内水份在冻结前透出细胞。

贮存在－130℃以下的低温中能减少冰晶的形成。

细胞复苏时速度要快，使之迅速经过细胞最易受损的－5～0℃，细胞仍能生长，活力受损不大。

二、操作器材、设备及灭菌处理

（一）准备室的设备：

双蒸馏水蒸馏器、酸缸、烤箱、高压锅、储品柜（放置未消毒物品）、储品柜（放置消毒过的物品）、包装台。

（二）配液室的设备：

扭力天平和电子天平（称量药品）、PH计（测量培养用液PH值）、磁力搅拌器（配置溶液室搅拌溶液）。

（三）培养室的设备：

   液氮罐、储品柜（存放杂物）、日光灯和紫外灯、空气净化器系统、低温冰箱（-80℃）、空调、二氧化碳缸瓶。

必须放在无菌间的设备：

离心机（收集细胞）、超净工作台、倒置显微镜、CO2孵箱（孵育培养物）、水浴锅、三氧消毒杀菌机、4℃冰箱（放置serum和培养用液）。

（四）细胞培养用液的配制器材与试剂：

干粉型培养基、胰蛋白酶，纯净水系统。

（五）灭菌操作

1、无菌室的灭菌：

（1）定期打扫无菌室：

每周打扫一次，先用自来水拖地、擦桌子、超净工作台等，然后用3‰来苏尔或者新洁尔灭或者0.5％过氧乙酸擦拭。

（2）CO2孵箱（培养箱）灭菌：

先用3‰新洁尔灭擦拭，然后用75％酒精擦拭或者0.5％过氧乙酸，再用紫外灯照射；

（3）实验前灭菌：

打开紫外灯、三氧杀菌机、空气净化器系统各20-30分钟；

（4）实验后灭菌：

用75％酒精（3‰新洁尔灭）擦拭超净台、边台、倒置显微镜的载物台。

2、实验人员的无菌准备：

（1）肥皂洗手；

（2）穿好隔离衣、带好隔离帽、口罩、放好拖鞋；

（3）用75％酒精棉球擦净双手。

3、无菌操作的演示：

（1）凡是带入超净工作台内的酒精、PBS、培养基、胰蛋白酶的瓶子均要用75％酒精擦拭瓶子的外表面；

（2）靠近酒精灯火焰操作；

（3）器皿使用前必须过火灭菌；

（4）继续使用的器皿（如瓶盖、滴管）要放在高处，使用时仍要过火；

（5）各种操作要靠近酒精灯，动作要轻、准确，不能乱碰。

如吸管不能碰到废液缸；

（6）吸取两种以上的使用液时要注意更换吸管，防止交叉污染；

 4、器械的清洗和消毒

（1）、玻璃器皿的洗消：

1.自来水刷洗，除去灰尘。

2.烘干、泡盐酸：

烤箱中烘干，然后再浸入5％稀盐酸中12小时以除去脏物、铅、砷等物。

3.刷洗、烘干：

12小时后立即用自来水冲洗，再用洗涤剂刷洗，自来水冲干净后用烤箱烘干。

4.泡酸、清洗：

用清洁液（重铬酸钾120g：

浓硫酸200ml：

蒸馏水1000ml）浸泡12小时，然后从酸缸内捞出器皿用自来水冲洗15次，最后蒸馏水冲洗3-5次和用双蒸水过3次。

5.烘干、包装：

洗干净后先烘干，然后用牛皮纸（油光纸）包装。

6.高压消毒：

包装好的器皿装入高压锅内盖好盖子，打开开关和安全阀，当蒸气成直线上升时，关闭安全阀，当指针指向15磅时，维持20-30分钟。

7.高压消毒后烘干

（2）、橡胶和塑料：

橡胶和制品一般处理方法是：

先用洗涤剂洗刷干净，再分别用自来水和蒸馏水冲干净，再用烤箱烘干，然后根据不同品质进行如下的处理程序：

1.针式滤器帽不能泡酸液,用NaOH泡6-12小时,或者煮沸20分钟,在包装之前要装好滤膜两张，安装滤膜时注意光面朝上（凹向上），然后将螺旋稍微拧松一些，放入铝盒中在高压锅内15磅30分钟消毒，再烘干备用。

注意在超净台内取出使用时应该立即将螺旋旋紧。

2.胶塞烘干后用2％氢氧化钠溶液煮沸30分钟（用过的胶塞只要用沸水处理30分钟），自来水洗净，烘干。

然后再泡入盐酸液30分钟，再用自来水，蒸馏水，三蒸水洗净，烘干。

最后装入铝盒内高压消毒，烘干备用。

3.胶帽，离心管帽烘干后只能在2％氢氧化钠溶液中浸泡6-12小时（切记时间不能过长），自来水洗净，烘干。

然后再泡入盐酸液30分钟，再用自来水，蒸馏水，三蒸水洗净，烘干。

最后装入铝盒内高压消毒，烘干备用。

4.胶头可用75％酒精浸泡5分钟，然后紫外照射后使用即可。

注意事项：

1.严格执行高压锅的操作规程：

高压消毒时，先检查锅内是否有蒸馏水，以防高压时烧干，水不能过多因为其将使空气流畅受阻，会降低高压消毒效果。

检查安全阀是否通畅，以防高压时爆炸。

2.安装滤膜时注意光面朝上：

注意滤膜光滑一面是正面，要朝上，否则起不到过滤的作用。

三、基本用液的配置

（一）水的制备：

细胞培养用水必须非常纯净，不含有离子和其它的杂质。

需要用新鲜的纯净水。

（二）PBS的制备与消毒（也可用于其它BSS，如：

Hanks，D-Hanks液的配制）：

（1）溶解定容：

将药品（NaCl8.0g，KCl0.2g，Na2HPO4·H2O1.56g，KH2PO40.2g）倒入盛有双蒸水的烧杯中，玻璃棒搅动，充分溶解，然后把溶液倒入容量瓶中准确定容至1000ml，摇匀即成新配制的PBS溶液。

（2）移入溶液瓶内待消毒：

将PBS倒入溶液瓶（大的吊针瓶）内，盖上胶帽，并插上针头放入高压锅内8磅消毒20分钟。

注意高压消毒后要用灭菌蒸馏水补充蒸发掉的水份。

（三）胰蛋白酶溶液的配制与消毒：

胰蛋白酶的作用是使细胞间的蛋白质水解从而使细胞离散。

不同的组织或者细胞对胰酶的作用反应不一样。

胰酶分散细胞的活性还与其浓度、温度和作用时间有关，在pH为8.0、温度为37℃时，胰酶溶液的作用能力最强。

使用胰酶时，应把握好浓度、温度和时间，以免消化过度造成细胞损伤。

因Ca2+、Mg2+和血清、蛋白质克降低胰酶的活性，因此配制胰酶溶液时应选用不含Ca2+、Mg2+的BSS，如：

D-Hanks液。

终止消化时，可用含有血清培养液或者胰酶抑制剂终止胰酶对细胞的作用。

（1）称取胰蛋白酶：

按胰蛋白酶液浓度为0.25％，用电子天平准确称取粉剂溶入小烧杯中的双蒸水（若用双蒸水需要调PH到7.2左右）或PBS（D-hanks）液中。

搅拌混匀，置于4℃内过夜。

（2）用注射滤器抽滤消毒：

配好的胰酶溶液要在超净台内用注射滤器（0.22微米微孔滤膜）抽滤除菌。

然后分装成小于-20℃保存以备使用。

（四）血清的灭活：

细胞培养常见的是小牛血清，新买来的血清要在56℃水浴中灭火30分钟后，再经过抽滤方可加入培养基中使用。

注意事项：

1.配制溶液时必须用新鲜的蒸馏水。

2.安装蔡式滤器时一般使用孔径0.45微米和0.22微米滤膜各一张，放置位置为0.45的位于0.22微米的滤膜上方，而且要特别注意滤膜光面朝上。

3.配制RPMI1640培养基时因为还要加入小牛血清，而小牛血清略偏酸性，为了保证培养液PH值最终为7.2，可在配制时调PH至7.4。

 四、实验步骤

（一）传代前准备工作：

1、培养前准备：

制定实验计划和操作程序。

2、超净台要用75%酒精擦洗，然后紫外线消毒30分钟，工作台面上用品不要过多或重叠放置。

3、个人进入无菌培养室原则上须彻底洗手并按外科手术要求着装，开始操作前要用75%酒精或0.2%新洁而灭消毒手和前臂。

4、实验中需保持无菌操作要求。

实验前要点燃酒精灯，烧过的器械要注意冷却，以防细胞损伤。

5、分别使用不同吸管吸取营养液、PBS、细胞悬液及其它各种用液，而不能混用

6、不要用手触及已消毒的器皿，如已接触，要用火焰灼烧或取备用品更换。

7、注意操作时勿大声讲话或咳嗽。

（二）取材

1、将小鼠引颈杀死。

2、将小鼠全部浸入酒精30秒到一分钟，时间不能过长，以免酒精进入小鼠体内。

用消毒后的手术刀要脖子处环行剪开皮肤。

3、将小鼠翻转剥皮。

4、开腹

5、定位胸腺的位置，轻轻的用镊子夹出，取材。

（三）原代培养

原代培养一共有两种培养方法，分别是组织块培养法和分散细胞培养法。

组织块培养法又包括薄层培养法和翻转干涸法。

分散细胞培养法包括机械分散法和消化分散法。

这两种方法相比，组织块法操作简单，不易污染，适合真皮细胞、骨骼肌细胞、牙髓细胞等的培养，可是由于在重复剪切和接种过程中对组织块的损伤，并不是每个小块都能长出细胞，而且所需时间较长。

分散细胞培养法适用于大量细胞的培养，细胞的产量高，可是步骤繁琐，容易污染。

这里，我们采用温消化分散的方法来进行培养。

1、先将材料切成2-3mm2的小块

2、清洗干净沉去上清

3、加入胰蛋白酶37℃消化1-4小时（消化过程中随时进行振动）

4、将消化液和细胞悬液经过100目不锈钢过滤网，以除掉未充分消化的大块组织离心去除胰蛋白酶，用Hank,s液漂洗一到二次。

5、对细胞进行染色，再用计数板计数。

6、接种培养。

（四）传代培养

传代培养具体包括贴壁细胞消化法传代和悬浮细胞传代。

这里我们采用第一种方法。

1、先吸除培养液

2、用PBS洗涤细胞一到二次

3、根据细胞贴壁的牢固程度，可分别选用0.08%、0.025%、0.25%浓度的胰蛋白酶-EDTA溶液，用其量为1mL/25cm2,2mL/75cm2,37℃作用数分钟，于倒立显微镜下观察。

当细胞将要分离而呈现圆粒状时，吸掉消化液。

4、加入适量含新鲜血清的培养液终止胰蛋白酶作用，离心后再吸掉上清液。

5、轻拍培养瓶使细胞自己脱落，加入适量的新鲜培养液，用吸管吸打数次以分散细胞团块，混合均匀后，按合适的比例稀释后转入新的培养瓶培养。

（五）细胞纯化

细胞纯化有很多方法，大致可分为自然纯化和人工纯化。

其中，人工纯化又包含酶消化法、机械刮除法、重复贴壁法、克隆法、流式细胞仪技术等方法。

由于上皮细胞和成纤维细胞对胰蛋白酶的耐受性不同，这里采用酶消化法。

一般是成纤维细胞先脱壁。

1、先用0.5%胰蛋白酶和0.02%EDTA（1：

1）混合液漂洗培养细胞，然后再换新的混合液继续消化，之后在倒置显微镜下观察并不时摇动培养瓶，等到半数细胞脱落下来后，便立即停止消化。

2、把消化液吸入离心管中，离心去上清，然后移入另一个培养瓶中，加培养液置温箱中培养。

再向原瓶内补加新的培养液继续培养。

经过重复处理，可把成纤维细胞除净。

（六）细胞系的建立

细胞形态观察：

主要包括细胞的形态、核质比例、染色质、核仁大小和多少以及微丝微管的排列状态。

细胞生长曲线的测定：

细胞生长曲线的测定有细胞计数法、四挫盐比色实验和CCK-8试剂盒检测法这三种方法。

这里采用MTT来进行测量。

基本原理是活细胞线粒体中的琥珀酸脱氢酶能使外源性的MTT还原为难溶性的蓝紫色结晶物并沉淀在细胞中，而死细胞无此功能。

然后用酶联免疫检测仪在490nm波长处测定其光吸收值，可间接放映活细胞数量。

细胞分裂指数:

分列指数是指细胞群体中分裂细胞所占的百分比。

一般要观察和计算1000个细胞中的细胞分裂相数。

获得分裂相数后能够绘制细胞分裂指数曲线。

细胞接种存活率：

当细胞被制成分散的悬液后，接种到底物上能贴壁并能存活生长的细胞百分数值称为接种存活率，用以表示细胞群的活力。

细胞接种存活率=（贴壁存活细胞数/接种细胞数）×100%

细胞周期：

选择对数生长期细胞，用消化法制成细胞悬液，使细胞成为单个细胞，不能成团。

然后根据流式细胞仪的检测步骤进行操作。

最后计算出细胞周期。

细胞活力的检测：

细胞损伤或死亡时，某些染料可穿破透变性的细胞膜，与解体的DNA结合而着色。

借此鉴别死细胞与活细胞。

细胞种属的鉴定：

能够用荧光抗体染色鉴别、同工酶谱系鉴别。

然后进行染色体分析，人主要组织相溶性抗原，和核酸技术来鉴定和培养细胞中等位基因的多态性。

（七）细胞冻存

细胞在-70℃以下时，酶活性降低，代谢处于完全停止状态，故能够长期保存。

 动物细胞冷冻保存时最常使用的冷冻培养基是含5-10%DMSO（dimethylsulfoxide）和90-95%原来细胞生长用之新鲜培养基均匀混合之。

注意：

由于DMSO稀释时会放出大量热能，故不可将DMSO直接加入细胞液中，必须使用前先行配制完成。

1、先将冻存管放入4℃冰箱，约40min。

2、接着置于-20℃冰箱，约30-60min。

3、置于-80超低温冰箱中放置过夜。

4、置于液氮罐中长期保存。

5、同时做好冻存记录，在自己的笔记本和冻存记录本上均要记录。

（八）冻存细胞的复苏

由于冻存细胞比较脆弱，要轻柔操作，融化要快速，解冻后直接加入完全生长培养基。

这里采用直接铺板法。

取出冻存细胞，37℃水浴中快速融化，移入完全生长培养基，进行活细胞计数，细胞接种密度为3×105个/mL。

培养12到24小时，更换新鲜的培养基，以去除冻存剂。

五、实验记录及基本注意事项

（一）基本注意事项

1、严格的无菌操作；

2、适度消化：

消化的时间受消化液的种类、配制时间、加入培养瓶中的量等诸多因素的影响，消化过程中应该注意培养细胞形态的变化，一旦胞质回缩，连接变松散，或有成片浮起的迹象就要立即终止消化。

3、温度：

离体培养细胞一般要参考该种动物的体温设计培养时所用温度。

一般哺乳动物的体温在37－38.5C，禽类略高些，温度在39C－40C。

因此，离体哺乳动物细胞培养的温度最适为37－38.5C。

在较低温度环境中，对细胞影响不大，但细胞对较高温度却比较敏感。

4、密度：

密度是指细胞接种浓度。

在细胞培养中，接种的细胞数目对细胞的生长状况有很大的影响。

适宜的细胞浓度能够促进细胞的增殖。

接种的细胞浓度过大或过小，均对细胞的增殖不利。

特别是原代细胞，其接种量与培养时细胞增殖的关系最大。

一般接种的细胞（如肾细胞）数目以30－70万/ml为宜。

（二）实验记录