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实验动物给药途径和方法
实验动物给药途径和方法
在动物实验中,为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化,常需将药物注入动物体内。
给药的途径和方法是多种多样的,可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。
(一)皮下注射
注射时以左手拇指和食指提起皮肤,将连有5(1/2)号针头的注射器刺入皮下。
皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧,豚鼠在后大腿的内侧或小腹部;大白鼠可在侧下腹部。
兔在背部或耳根部注射。
蛙可在脊背部淋巴腔注射。
(二)皮内注射
皮内注射时需将注射的局部脱去被毛,消毒后,用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧,在两指之间,用结核菌素注射器连4(1/2)细针头,紧贴皮肤表层刺入皮内,然后再向上挑起并再稍刺入,即可注射药液,此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
(三)肌肉注射
肌肉注射应选肌肉发达,无大血管通过的部位,一般多选臀部。
注射时垂直迅速刺入肌肉,回抽针栓如无回血,即可进行注射。
给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时,用左手抓住鼠两耳和头部皮肤,右手取连有5(1/2)针头的注射器,将针头刺入大腿外侧肌肉,将药液注入。
(四)腹腔注射
用大、小白鼠做实验时,以左手抓住动物,使腹部向上,右手将注射针头于左(或右)下腹部刺入皮下,使针头向前推 0.5~1.0cm,再以45度角穿过腹肌,固定针头,缓缓注入药液(图1),为避免伤及内脏,可使动物处于头低位,使内脏移向上腹。
若实验动物为家兔,进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
图1 小鼠腹腔注射方法
(五)静脉注射
1.兔:
兔耳部血管分布清晰。
兔耳中央为动物,耳外缘为静脉。
内缘静脉深不易固定,故不用。
外缘静脉表浅易固定,常用。
先拔去注射部位的被毛,用手指弹动或轻揉兔耳,使静脉充盈,左手食指和中指夹住静脉的近端,拇指绷紧静脉的远端,无名指及小指垫在下面,右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入,移动拇指于针头上以固定针头,放开食指和中指,将药液注入(图2),然后拔出针头,用手压迫针眼片刻。
图2 家兔耳缘静脉注射方法
2.小白鼠和大白鼠:
一般采用尾静脉注射,鼠尾静脉有三根,左右两侧及背侧各一根,左右两侧尾静脉比较容易固定,多采用,背侧一根也可采用,但位置容易固定。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中,使尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器连4(1/2)号细针头,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾下四分之一处(约距尾尖2-3厘米)处进针,此处皮薄易于刺入,先缓注少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射(图3)。
图3 小鼠尾静脉注射方法
3.狗:
狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉(图4)或后肢小隐静脉(图5)注射。
注射前由助手将动物侧卧,剪去注射部位的被毛,用胶皮带扎紧(或用手抓紧)静脉近端,使血管充盈,从静脉的远端将注射针头平行刺入血管,待有回血后,松开绑带(或两手),缓缓注入药液。
图4 狗前肢头静脉注射
图5 狗后肢小隐静脉注射
4.蛙(或蟾蜍):
将蛙或蟾蜍脑脊髓破坏后,仰卧固定于蛙板上,沿腹中线稍左剪开腹肌,可见到腹静脉贴着腹壁肌肉下行,将注射针头沿血管平行方向刺入即可(图6)。
图6蛙腹壁静静注射
几种常用的动物不同给药途径的注射量可参考表1。
表1 几种动物不同给药途径的常用注射量(毫升)
注射途径
小鼠
大鼠
豚鼠
兔
狗
腹 腔
0.2-1.0
1-3
2-5
5-10
5-15
肌 肉
0.1-0.2
0.2-0.5
0.2-0.5
0.5-1.0
2-5
静 脉
0.2-0.5
1-2
1-5
3-10
5-15
皮 下
0.1-0.5
0.5-1.0
0.5-2
1.0-3.0
3-10
(六)淋巴囊注射
蛙类常采用此法,因其皮下有数个淋巴囊,注入药物甚易吸收。
腹部淋巴囊和头背淋巴囊常作为蛙类给药途径。
一般多选用腹部淋巴囊给药。
注射时将针头从蛙大腿上端刺入,经大腿肌层入腹壁肌层,再进入腹壁皮下,即进入淋巴囊,然后注入药液。
有时也可采用胸淋巴囊给药。
方法是将针头刺入口腔,使穿过下颌肌层入胸淋巴囊内注入药液,一次最大注射量为1毫升。
蛙全身分布为咽、胸、背、腹侧、腹、大腿和脚等七个淋巴囊(图7)。
图7 蛙全身淋巴囊分布
(七)经口给药
在急性试验中,经口给药多用灌胃法,此法剂量准确,适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。
1.小鼠、大鼠(或豚鼠)用输血针头或小号腰穿针头,将其尖端斜面磨剂,用焊锡在针尖周围焊一圆头,注意勿堵塞针孔,即成灌胃针;亦可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特制的塑料毛细秋,作为导管。
灌胃时将针按在注射器上,吸入药液。
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定,右手持注射器,将灌胃针插入动物口中,沿咽后壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位,针插入时应无阻力。
若感到阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入小鼠3-4cm,大鼠或豚鼠4-6cm后可将药物注入。
常用的灌胃量小鼠为0.2-1ml,大鼠1-4ml,豚鼠为1-5ml。
2.狗、兔、猫、猴 灌胃时,先将动物固定,再将特制的扩口器放入动物口中,扩口器之宽度可视动物口腔大小而定,如狗的扩口器可用木料制成长方形,长约10-15cm,粗细应适合狗嘴,约2-3cm,中间粘一小孔,孔的直途为5-10cm。
灌胃时将扩口器放于上述动物上下门牙之后,并用绳将它固定于嘴部,将带有弹性的橡皮导管(如导尿管),经扩口器上的小圆孔插入,沿咽后壁而进入食道,此时应检查导管是否正确插入食道,可将导管外口置于一盛水的烧杯中,如不发生气泡,即认为此导管是在食道中,未误入气管,即可将药液灌入。
图8 狗灌胃方法
经我们大量实验,给狗、兔等动物灌胃时,可不用扩口器也能顺利将药液灌入胃内,狗灌胃时,用12号灌胃管,左手抓住狗嘴,右手中指由右嘴角插入,摸到最后一对臼齿后的天然空隙,胃管由此空隙顺食管方向不断插入约20cm,可达胃内,将胃管另一端插入水中,如不出气泡,表示确已进入胃,而没误入气管内,即可灌入。
兔灌胃时,将兔固定在木制固定盒内左手虎口卡住并固定好兔嘴,右手取14号细导尿管,由右侧唇裂避开门齿,将导管慢慢插入,如插管顺利,动物不挣扎,插入约15cm时,即表示插入胃内,将药液注入。
各种动物一次灌胃能耐受的最大容积小鼠为0.5-1.0ml,大鼠4-7ml,豚鼠为4-7ml,家兔为80-150ml,狗为200-500ml。
(八)其它途径给药
1.呼吸道给药 呈粉尘、气体及蒸气或雾等症状存在药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。
如一般实验时给动物乙醚作吸入麻醉,给动物吸一定量的氨气、二氧化碳等观察呼吸、循环等变化;给动物定期吸入一定量的SO2。
锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型等;特别在毒物学实验中应用更为广泛。
2.皮肤给药 为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等,均需采用经皮肤给药方法。
如家兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后,将一定药液涂在皮肤上,药液经皮肤吸收。
3.脊髓腔内给药 此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。
家兔椎管内注射方法:
将家兔作自然俯卧式,尽量使其尾向腹侧屈曲,用粗剪将第七腰椎周围背毛剪去,用3%碘酊消毒,干后再用79%酒精将碘酒擦去。
在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸动第七腰椎间隙(第七腰椎与第一骶骨椎之间),插入腰椎穿刺针头。
当针到达椎管内时(珠网膜下腔),可见到兔的后肢跳动,即证明穿刺针头已进入椎管。
这时不要再向下刺,以兔损伤脊髓。
固定好针头,即可将药物注入。
4.小脑延髓池给药 此种给药都是在动物麻醉情况下进行的。
而且常采用大动物如狗等,小动物很少采用。
将狗麻醉后,使狗头尽量向胸部屈曲,用左手摸到其第一颈椎上方的凹陷(枕骨大孔),固定位置,右手取7号钝针头(将针头尖端麻钝),由此凹陷的正中线上,顺平行狗的方向,小心地刺入小脑延髓池。
当针头正确刺入小脑延髓池时,注射者会感到针头再向前穿时无阻力,同时可以听到很轻的“咔嚓”一声,即表示针头已穿过硬脑膜进入小脑延髓池,而且可抽出清亮的脑脊液,注射药物前,先抽出一些脑脊液,抽取量根据实验需要注入多少药液决定,即注入多少抽取多少,以保持原来脑脊髓腔里的压力(图9)。
图9 狗小脑延髓池给药
5.脑内给药 此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内,然后观察接种后的各种变化。
小鼠脑内给药时,选套有塑料管、针尖露出2mm深的5(1/2)针头,由鼠正中额部刺入脑内,注入药物或接种物。
给豚鼠、兔、狗等进行脑内注射时,须先用穿颅钢针穿透颅骨,再用注射器针头刺入脑部,再徐徐注入被检物。
注射速度一定要慢,避免引起颅内压急骤升高。
6.直肠内给药 此种给药方法常用于动物麻醉。
家兔直肠内给药时,取灌肠用的胶皮管或用14号导尿管代替。
在胶皮管或导尿管头上涂上凡士林,由助手使兔蹲卧于桌上,以左臂及左腋轻轻按住兔头及前肢,以左手拉住兔尾,露出肛门,并用右手轻握后肢,实验者将橡皮管插入家兔肛门内,浓度约7~9cm,如为雌性动物,注意勿误插入阴道(肛门紧接尾根)。
橡皮管插好后,将注射器与橡皮管套紧,即可灌注药液。
7.关节腔内给药 此种方法常用于关节炎的动物模型复制。
兔给药时,将兔仰卧固定于兔固定台上,剪去关节部被毛,用碘酒或酒精消毒,然后用手从下方和两旁将关节固定,把皮肤稍移向一侧,在膑韧带附着点处上方约0.5厘米处进针。
针头从上前方向下后方倾斜刺进,直至针头遇阻力变小,然后针头稍后退,以垂直方向推到关节腔中。
针头进入关节腔时,通常可有好象刺破薄膜的感觉,表示针头已进入膝关节腔内,即可注入药液。
动物最大给药量可参考表2。
表2 常用实验动物的最大给药量和使用针头规格
动物名称
项 目
灌 胃
皮下注射
肌肉注射
腹腔注射
静脉注射
小白鼠
最大给药量
使用针头
1ml
9(钝头)
0.4ml
5(1/2)
0.4ml
5(1/2)
1ml
5(1/2)
0.8ml
4
大白鼠
最大给药量
使用针头
2ml
静脉切
开 针
1ml
6
0.4ml
6
2ml
6
4ml
5
豚鼠
最大给药量
使用针头
3ml
静脉切
开 针
1ml
6(1/2)
0.5ml
6(1/2)
4ml
7
5ml
5
兔
最大给药量
使用针头
20ml
10号
导尿管
2ml
6(1/2)
2ml
6(1/2)
5ml
7
10ml
6
猫
最大给药量使用针头
20ml
10号
导尿管
20ml
7
2ml
7
5ml
7
10ml
6
蛙
淋巴囊注射 最大注射量 1ml/只
摘自《医用实验动物学》
实验动物的给药途径和方法及药量计算方法
一.经口给药法
(一)灌胃法
此法给药剂量准确,是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的·种常用给药法。
1.鼠类:
鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。
左手固定鼠,右手持灌胃器,将灌胃针从鼠的右U角中,插入口中,沿咽后壁慢慢插入食道,使其前端到达膈肌位置,灌胃針插入时应无阻力,如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出,以免损伤、穿破食道或误入气管。
2.兔、犬等:
灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。
先将动物固定,再将开口器固定于上下门齿之间。
然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中,沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中,若无气泡产生,表明灌胃管被正确插入胃中,未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连,注入药液。
(二)口服法
口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。
此法优点是简单方便,缺点是剂量不能保证准确,且动物个体间服药量差异较大。
大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时,可将药物用镊子或手指送到舌根部,迅速关闭口腔,将头部稍稍抬高,使其自然吞咽。
二、注射给药法
(一)皮下注射
皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位,大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射;家兔可在背部或耳根部作皮卜注射;猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。
皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤,右手持注射器,使针头水平刺入皮下。
推送药液时注射部位隆起。
拨针时,以手指捏住针刺部位,可防止药液外漏。
(二)肌肉注射
肌肉注射一般选肌肉发达,无大血管通过的部位。
大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉;家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射;犬等大型动物选臀部注射。
注射时针头宜斜刺迅速人肌肉,回抽针栓如无回血,即可注射。
(三)腹腔注射
给大鼠、小鼠进行腹腔注射时,以左手固定动物,使腹部向上,为避免伤及内脏,应尽量使动物头处于低位,使内脏移向上腹,右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下,针头稍向前,再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔,此时有落空感,回抽无回血或尿液,即可注入药液。
免、犬等动物腹腔注射时,可由助手固定动物,使其腹部朝上,实验者即可进行操作。
注射位置为:
家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处,犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。
(四)静脉注射
1、大鼠和小鼠:
常采用尾静脉注射。
注射时,先将动物固定在暴露尾部的固定器内,尾部用45—50℃的温水浸润几分钟或用75%酒精棉球反复擦拭使血管扩张,并使表皮角质软化。
以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,用中指从下面托起鼠,右手持注射器,使针头尽量采取与尾部平行的角度进针,从尾末端处刺入,注入药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,注射后把尾部向注射侧弯曲,或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。
2、豚鼠:
可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射。
3、家兔:
一般采用耳缘静脉注射。
注射时先将家兔用固定盒固定,拔去注射部位的毛,用酒精棉球涂擦耳缘静脉,并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳,使静脉充血,然后用左手食指和中指压住耳根端,拇指和小指夹住耳边缘部,以无名指放在耳下作垫,右手持注射器从静脉末端刺入血管,注入药液。
注射后,用纱布或脱脂棉压迫止血。
四、给药剂量
不同种类的实验动物一次给药能耐受的最大剂量不同,灌胃太多时易导致胃扩张,静脉给药剂量过多时易导致心力衰竭和肺水肿。
现将不同种类实验动物一次给药最大耐受量列出,以供参考。
为观察某种药物对动物的作用时,给药剂量的准确与否是个很重要的問题。
剂量太小,作用不明显,剂量太大,又可能导致动物中毒死亡。
表二不同种类实验动物一次给药能耐受的最大剂量(ml)
动物名称
灌胃
皮下注射
肌肉注射
腹腔注射
静脉注射
小鼠
0.9
1.5
0.2
1
0.8
大鼠
5.0
5.0
0.5
2
4.0
兔
200
10
2.0
5
10
猫
150
10
2.0
5
10
猴
300
50
3.0
10
20
犬
500
100
4.0
—
100
推荐使用厂述方法确定剂量:
1、先用少量小鼠粗略的摸索山毒剂量或致死剂量,然后用中毒剂量或致死剂量的若干分之作为应用剂量,一般可取1/10-1/5。
2、确定剂量后,如第一次实验的作用不明显,动物也没有中毒的表现(体重下降、精神不振、活动减少或其它症状),可以加大剂量再次实验。
如出现中毒现象,作用也明显,则应减少剂量再次实验。
在一般情况下,在适宜剂量范围内,药物的作用常随剂量的加大而增强。
所以有条件:
时,最好同时用儿个剂量做实验,以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。
如实验结果出现剂量与作用强度毫无规律时,则更应慎重分析。
3、用人动物进行实验时,开始的剂量可采用给鼠类剂量的十五分之一至二分之一,以后可根据动物的反应调整剂量。
4、确定动物的给药剂量时,要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。
—般说,确定的给药剂量是指成年动物的,如果幼小动物,剂量应减小。
服量为100,灌胃量应为100-200,皮下注射量为30—50,肌肉注射量为25—30,静脉注射量为25。
二、实验动物给药量的计算方法
动物实验所用的药物剂量一般按毫克/公斤体重或克/公斤体重计算,应用时须从已知药液的浓度换算㈩相当于每公斤体重应注射的药液量(毫升数),以便给药。
三、人与动物的给药量换算方法
人与动物对同药物的耐受性相差很大。
一般说来,动物的耐受性比人大,也就是单位体重动物的用药量比人要人,近几年来新药药效研究中多以下列公式计算:
D2=D1×K2/K1×W1/W2
D为药物剂量,K为常数,W为动物体重(kg)(1指人;2指动物。
人及不同种类动物的K值不同,人1.6、猴11.2、兔10.1、大鼠9.1、小鼠9.1、鼠9.8、猫9.8。
如一例体重为70kg的人,某药剂量为20ug.kg-1.D-1,—只5kg重的猴为53.6ug.kg-1.D-1,一只10kg重的犬为40.4ug.kg-1.D-1,而一只20g重的小鼠为260.6ug.kg-1.D-1(见表三)人用剂量与不同种类动物间剂量的关系。
表三人用剂量与不同种类动物间剂量的关系
种类
人
猴
犬
小鼠
体重
50
60
70
80
4
5
6
10
12
15
0.02
ug.kg-1.d-1
11.2
10.5
10
9.6
28.9
26.8
25.2
20.2
19.0
17.7
130.3
22.4
21.0
20
19.2
57.8
53.6
50.4
40.4
38.0
35.4
260.6
33.6
31.5
30
28.8
86.7
80.4
75.6
60.6
57.0
53.1
390.9
44.8
42.0
40
38.4
115.6
107.2
100.8
80.8
76.0
70.8
521.2
56.0
52.5
50
48.0
144.5
134.0
126.0
101.0
95.0
88.5
651.5
112.0
105.0
100
96.0
289.0
268.0
252.0
202.0
190.0
177.0
1303
注;*表示人与动物的不同体重,以kg表示,第三行以下数据单位为ug.kg-1.d-1。
药理学实验
实验基本操作训练
(一) 小鼠的捉持和给药方法
【目的】学习小鼠的捉持和各种给药方法。
【原理】小鼠是药理实验最常用的一种动物,常用于药物筛选、急性毒性试验。
常用体重18~22g。
本实验学习小鼠捉持方法和各种给药方法。
【器材】鼠笼、天平、注射器、针头、灌胃针头、小鼠尾静脉注射用固定器。
【药品】生理盐水。
【动物】小鼠。
【方法】1.捉拿方法右手提起鼠尾,将小鼠放在粗糙物(如鼠笼)上面,将鼠尾向后轻拉。
以左手的拇指和屈成“V”状的示指(食指)捏住其头部及颈部皮肤,环指(无名指)、小指和掌心捏住其背部皮肤和尾部,将小鼠完全固定于掌中(见图1)。
图1小鼠的捉持和灌胃法
2.灌胃法(ig)以左手捉持小鼠,使头部朝上,保持头颈部平直。
右手持装有灌胃针头的注射器,自口角插人口腔,从上腭进人食管(见图1)。
如遇阻力,应退出后重插,不能强力插,以免穿破食管或误人气管。
灌胃量一般为0.1~0.3ml/10g体重。
3.皮下注射(Sc)如两人合作,一人抓住小鼠头部皮肤和拉住鼠尾;另一人左手捏起背部皮肤,背部皮下注射。
如一人操作,则左手捉持小鼠,右手持注射器,针尖从右侧肋缘上穿入皮下,向前推至右前肢腋下部位。
注射量一般为0.05~0.3ml/10g体重。
4.肌内注射(im)如两人合作,一人左手抓住小鼠头部皮肤,右手拉住鼠尾;另一人持注射器,将针头刺入后肢外侧肌肉。
如一人单独操作,以左手拇指和食指抓住小鼠头部皮肤,小指、无名指和掌部夹住鼠尾及一侧后肢,右手持注射器刺入后肢肌内给药。
注射量一般为0.1ml/10g体重。
5.腹腔注射(ip)左手固定小鼠,使腹部在上,头部下倾,右手持注射器,取45°角刺入一侧下腹部向头端刺入腹腔(见图2)。
进针部位不宜太高,刺入不能太深,以免伤及内脏。
注射量一般为0.1~0.2ml/10g体重。
6.静脉注射(iv)将小鼠置于特制的固定筒内(或倒置的大漏斗、乳钵下),使鼠尾在外。
用70%~75%乙醇棉
球涂擦尾部,或将鼠尾在50℃热水中浸图2小鼠腹腔注射法
泡30s,使血管扩张。
左手拉尾尖,以右手持针。
从鼠尾左右两侧尾静脉中,选择一条扩张最明显的尾静脉、将针尖刺入血管,推入药液(见图3)。
推注时如有阻力,且尾部肿胀变白,表明针头没有刺入血管,应拔针后重新穿刺。
穿刺血管时宜从鼠尾未端开始,以便失败后可以在更近心端重新进行。
注射量应不超过0.5ml/只。
图3小鼠的尾静脉注射法
(二)家兔的捉持和给药方法
【目的】学习家兔的捉持和给药法。
【原理】家兔常作为观察药物对呼吸、心脏、血管、肠肌运动的影响,或用作热源检查及解热药试验雌兔常用作避孕药研究及观察药物对子宫的影响。
常用体重为1.5~2.5kg。
本实验学习家兔的捉持和给药法。
【器材】兔固定箱、兔开口器、磅秤、导尿管、注射器。
【药品】生理盐水。
【动物】家兔。
【方法】1.捉持法用一只手抓家兔颈背部皮肤,将兔提起;另一手托其臀部,使兔呈坐位姿势。
2.耳缘静脉注射将家兔置于固定箱内(或由一人固定),用乙醇棉球涂擦兔耳,使血管扩张显露(见图4)。
再以手捏在耳根部压住静脉,使其充血,然后注入药液。
推注时如有阻力,局部肿胀变白,表明针头不在血管内,须重新穿刺。
注射量一般为0.2~2ml/kg体重,不超过2ml/kg体重,等渗液可达10ml/kg体重。
3.灌胃将免置于固定箱内。
或由两人合作,一人坐好,将兔紧夹于两股(或固定于腋下)用一只手固定兔头,另一只手开口器插入兔口,而后翻转几下,使兔舌伸直并固定之。
另一人将导尿管从开口器中央孔插入口内,再慢慢插入食管和胃,深15~18cm。
插管时感觉顺利,动物不挣扎也无呼吸困难出现,表示导尿管在胃内。
为慎重起见,将导尿管外端插入水中,如有气泡吹出,表示已误入气管内,应拔出重插。
如未见气泡出现即证实在胃内。
然后将药液注入(见图5)。
灌注量一般为10ml/kg体重
图4家兔耳缘静脉注射法图5家兔的灌胃法
4.皮下、肌内、腹腔注射方法上基本上同小鼠,唯针头可稍大,给药可稍多(皮下与肌内0.5~1ml/kg体重,腹腔1~5ml/kg体重)。
【附注】其他动物的给药方法
1.大鼠的捉持和给药方法用途与小鼠相似,常用作抗关节炎药物试验、血压测定、利胆实验、子宫试验和长期毒性试验等。
常用体重150~200g。
(1)捉持方法:
基本上同小鼠相似。
将其放在粗糙物上,右手轻拉其尾,左手中指和拇指放到大鼠左右前腋下,食指放入颈部,使大鼠伸开两前肢,便能将其握住。
(2)
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