低氧对间充质干细胞的阻碍.docx
- 文档编号:29438724
- 上传时间:2023-07-23
- 格式:DOCX
- 页数:9
- 大小:22.34KB
低氧对间充质干细胞的阻碍.docx
《低氧对间充质干细胞的阻碍.docx》由会员分享,可在线阅读,更多相关《低氧对间充质干细胞的阻碍.docx(9页珍藏版)》请在冰豆网上搜索。
低氧对间充质干细胞的阻碍
低氧对间充质干细胞的阻碍
【摘要】 氧关于几乎所有的生命都是必需的,它维持能量代谢及细胞的功能,但机体多种细胞是处于生理或病理性低氧状态中,而体外细胞实验一样是在20%氧浓度下进行,并非符合生理状态。
直到最近,关于低氧关于间充质干细胞(mesenchymalstemcells,MSC)的阻碍有了一系列的研究。
体外实验说明,适度低氧下MSC的生长和存活能力更好,氧浓度能够阻碍MSC向成骨、成软骨、成脂的分化偏向,低氧能提高特异性受体和配体相结合所介导的迁移。
低氧可阻碍胚胎干细胞、造血干细胞、神经干细胞的生理学特性也是一证据。
干细胞对缺氧反映的分子机制要紧涉及低氧诱导因子1(hypoxicinduciblefactor1,HIF1)信号通路。
本文综述了低氧对MSC的存活、增殖、分化和迁移的阻碍,和涉及HIF1等的分子机制。
【关键词】低氧;间充质干细胞;细胞增殖;细胞分化;细胞迁移
EffectofHypoxiaonMesenchymalStemCells——Review
AbstractOxygenisissentialforlife,butcultivationofcellsisusuallyperformedunder20%O2,thatdonotreplicatenormalphysiologicalhypoxiaorpathologicalhypoxiaconditionsinthebody.Recently,theeffectofhypoxiaonmesenchymalstemcells(MSCs)hasbeenstudied,underphysiologicalhypoxia,MSCsthrivewell,andtheabilitydifferentianingtoosteoblast,chondrocyteandadipocyteaswellastheabilityofmigrationarechanged.Hypoxiachangesthephysiologicalcharacteristicsofembryonicstemcell,hematopoieticstemcellandneuronstemcellaswell.Themechanismoftheseresponsesmightbeprimarilyinvolvedinthehypoxicinduciblefactor1(HIF1)signalpathway.Thisreviewemphasizesthathypoxiaisanimportantfactoronallmajoraspectsofstemcellbiologyincludingsurvival,proliferation,differentiation,andmigration,andthemechanisminvolvedinHIF1signalingpathwaybehindtheseresponseswasalsodiscussed.
Keywordshypoxia;mesenchymalstemcell;cellproliferation;celldifferentiation;cellmigration
间充质干细胞(mesenchymalstemcells,MSC)具有壮大的自我更新及多系分化潜能,体内移植后能够迁移至损伤的部位(多数为缺血缺氧的环境)修复相应的组织。
干细胞体外增殖分化的研究一般是在20%O2的条件下,但是体内氧浓度显著低于此值,动脉血氧浓度约为12%,组织的平均氧浓度约为3%,MSC的要紧积聚部位骨髓的氧浓度为1%-7%,富集干细胞的胚体氧浓度更低,而且处于一种动态转变当中。
通常所谓的低氧更符合生理状态,太高浓度的氧对细胞反而具有损伤应激作用。
除生理性低氧外,机体常常会有病理性低氧的发生,如心肌梗塞,脑卒中等,这时相应的组织细胞处于缺血缺氧的状态中,尽管缺血的组织氧和营养都不足,但缺氧可单独阻碍细胞的生理学特性。
那么在低氧下,MSC的存活、增殖、分化,和迁移能力有什么样的转变呢?
低氧对间充质干细胞凋亡和存活的阻碍
干细胞移植研究是一大热点,但移植到缺血的部位后不是所有细胞都能够存活。
实验证明,适度的低氧并非引发MSC凋亡。
尽管Geng[1]将MSC注射到发生心肌梗塞SCID小鼠的心室,4天后99%的MSC死亡;Zhu等[2]将MSC置于低氧(3%O2)及无血清的条件下(模拟缺血环境)培育,细胞中caspase3(半胱天冬蛋白酶3)活性增高,发生依托caspase的凋亡,但单独的低氧条件不能增高caspase3活性,诱导凋亡的效应不明显,只是能提高无血清诱导的凋亡效率。
此研究结果说明,MSC对缺血缺氧的环境灵敏,但致使其凋亡的要紧因素不为低氧。
Follmar等[3]发觉,在%O2(极度低氧)下兔来源的干细胞死亡增多,但他们同时证明在有限的氧浓度下干细胞依旧能够存活。
Greijer等[4]的实验说明,缺氧的严峻程度决定着细胞凋亡或适应缺氧而存活,%O2能够启动细胞的凋亡,从而阻止低氧诱导突变的积存,在此进程中存在着复杂诱导凋亡和抗凋亡间的平稳,涉及低氧诱导因子1(hypoxicinduciblefoctor1,HIF1)与多种因子的结合,如胚胎干细胞在%O2的条件下,HIF1诱导VEGF表达升高,假设抑制VEGF的表达,细胞凋亡数增加10倍[5]。
用适当的基因修饰后,MSC对缺血缺氧的耐受力提高。
缺血的组织中缺氧/再灌注、炎性因子、诱导凋亡因子等是致使细胞死亡的因素,而HO1(血红素加氧酶)是抑制这些因子的关键成份。
将转染HO1基因的MSC及对照组细胞移植入发生急性心肌梗塞的小鼠心脏,7天后实验组的移植细胞存活率比对照组高3倍[6]。
而Akt1(蛋白激酶B)修饰的MSC也能更好的存活于缺血缺氧的环境,可有效抑制大鼠缺血心肌的重塑,完全纠正心脏的舒缩功能,修复的心容量比未用Akt1修饰的MSC所修复的高4倍[7]。
中国实验血液学杂志JExpHematol2007;15
(2)低氧对间充质干细胞的阻碍低氧对间充质干细胞增殖和原始状态
的阻碍MSC要紧来源于骨髓,骨髓是一典型的低氧环境。
体外实验证明,低氧可抑制MSC分化而有利于增殖。
D′Ippolito等[8]将骨髓来源的多能成体干细胞于3%氧浓度下培育3天后,数量比21%氧浓度下培育7天多3倍。
Grayson[9]将人来源的MSC于2%O2条件下在三维支架中培育1个月,与20%O2相较,低氧下的MSC有一延长的停滞期来适应培育条件,但是在随后的培育期间一直处于增殖状态,产生集落形成单位的能力显著增高,且干细胞标志性基因表达水平更高。
Bosch等[10]分离培育猪来源的MSC,一样发觉其在低氧条件下增殖能力增强。
低氧可维持关键性干/祖细胞因子pref1(前脂肪细胞因子)的表达[11]。
还有实验说明,低氧培育条件下MIAMI(marrowisolatedadultmultilineageinducible)细胞OCT4、REX一、SSEA4(胚胎时期特异性抗原4)mRNA的表达比常氧下高,端粒逆转录酶的活性增加,即便在成骨诱导条件下,低氧使成骨标志性基因的表达受到抑制,而干细胞标记物的表达没有改变[8]。
Lennon等[12]将培育的原代或第一代大鼠MSC移植入同基因受体鼠,与常氧下培育相较,低氧下培育的细胞在体内表现出更强的成骨能力;Xie等[13]证明,MSC经低氧预处置后更易向心肌样细胞分化。
这些研究者推测,低氧是维持干/祖细胞未分化状态的重要因素,可增进这种细胞增殖而维持多能性,MSC在低氧的环境中能维持自我更新的能力,而接近血管处于高氧环境时,才偏向于分化。
另一方面,标准的培育技术最初用来培育纤维母细胞,而对其他细胞有应激损伤作用。
MSC在体内处于低氧环境中,因此对高氧应激灵敏,在21%氧浓度下培育的细胞比5%氧浓度下培育的细胞产生更多的氧化产物,对生长不利[14]。
由此以为,用于移植的MSC适于在适合的低氧环境中扩增。
低氧对间充质干细胞分化的阻碍
大量的研究说明,氧浓度能够调剂成软骨的发育、神经干细胞的分化、胎盘滋养层等的分化[15-19]。
一样,低氧对MSC的分化有着深刻的阻碍。
低氧对间充质干细胞向软骨分化的阻碍
体内软骨也是处于一种氧浓度低于平均水平的环境,关于低氧对MSC向软骨分化的作用,目前体外实验的报导结果并非一致。
Wang等[20]将人MSC置于5%和20%O2浓度下向成软骨诱导,低氧下细胞分泌大量软骨相关的基质分子,包括II型胶原和硫酸软骨素,胶原合成率比常氧下高3倍。
此结果说明,MSC在形成软骨进程中,氧浓度对其代谢具有重要的调剂作用,在软骨组织工程中,外源性氧浓度的操纵可阻碍基质分子的沉积。
但Malladi等[21]在体外用三维培育模型添加诱导因子以诱导MSC向软骨分化,结果发觉置于2%O2比置于21%O2下向软骨分化率低。
这种不一致结果的报导,可能是因为不同的实验室利用的细胞和培育条件有所不同。
低氧对间充质干细胞成骨分化的阻碍
将可多系诱导的成体干细胞向成骨诱导,21%氧浓度条件下成骨细胞标志性基因骨钙蛋白(osteocalcin)、骨涎蛋白(bonesialoprotein,BSP)、osterix、Runx2及碱性磷酸酶(ALP)的表达或活性上调,但是在3%O2条件下这些基因及蛋白的上调被阻滞,而干细胞标记物的表达却没有改变;一样,在成骨诱导条件下长期培育时21%O2浓度下矿物质沉积很明显,但在低氧下(3%O2)矿物质几乎检测不到,其他一些研究者取得一致的结果[8,21,22]。
这些研究者推测,在体外低氧更接近生理状态,有利于MSC的增殖而抑制分化。
低氧对间充质干细胞成脂分化的阻碍
Lee等[23]将MSC培育于2%O2条件下,与%O2的条件相较较,MSC向脂肪细胞分化能力降低。
Yun等[19]利用3T3L1脂肪前体细胞研究发觉,在%和2%O2条件下,HIF1上调DEC1/Stra13的表达,从而抑制调剂脂肪生成的要紧基因过氧化物酶体增殖物激活受体(peroxisomeproliferatoractivatedreceptorγ2,PPARγ2)启动子的激活,致使了成熟脂肪细胞形成受阻。
Fink等[24]发觉了一个成心思的现象是,不加诱导因子条件下将人MSC置于1%O2下培育,24小时即可见脂滴的形成,相较较20%O2浓度下加诱导剂,脂滴小而散布均匀;而氧浓度高于2%时,72小时也未见脂滴显现。
但在1%O2下,过氧化物酶体增殖物激活受体γ2和脂肪细胞定向和分化因子/类固醇调剂元件结合蛋白1c(adipocytedeterminationanddifferantiationfactord/sterolregulatoryelementbindingprotein1c,ADD1/SREBPK)并无受到诱导,而且也未阻碍初期和晚期标志性基因脂蛋白脂酶(LPL)和aP2的转录,一样,检测不到成熟脂肪细胞的特异性基因瘦蛋白(leptin)、和脂肪细胞分化相关蛋白(adipophilin)的表达,只是检测到饥饿诱导脂肪因子(PGAR)表达增高,但PGAR并非只在缺氧下表达,故不是成脂的特异性基因。
此结果说明尽管有脂滴的聚集,但没有真正意义上的向脂肪细胞分化,据此推测成脂分化可能存在依托和非依托PPARγ2的两种途径。
此实验还检测到,细胞周围氧浓度即便有很微小的转变,基因的表达就有不同。
低氧对间充质干细胞迁移的阻碍
MSC在移植后能够在体内向损伤部位迁移,这种迁移可能涉及多种配体和受体间的彼此作用,如基质细胞衍生因子1(SDF1)与其受体CXCR4,CD44与透明质酸(HA),血管内皮生长因子(VEGF)与血管内皮生长因子受体1(VEGFR1)等[25-27]。
Okuyama等[25]将小鼠MSC以1%O2预处置24小时或转导基因稳固表达HIF1,增进了VEGFR1的表达,提高了VEGFR1与VEGF和PLGF(胎盘生长因子)相结合所介导的迁移,迁移率与VEGF和PLGF浓度成正比。
抑制HIF1的表达,VEGFR1的表达降低,MSC向加有VEGF和PLGF的小室迁移减少。
在那个实验顶用VEGF和PLGF处置细胞并非能刺激其增殖,因为增殖信号来自于VEGFR2与VEGF相结合,小鼠并非表达VEGFR2,说明迁移的增高是因VEGFR1表达的增高所致。
Bhakta等[28]的实验说明,转导了CXCR4以后,MSC向SDF1的迁移在3小时提高3倍,6小时提高5倍。
而缺血的组织在HIF1的直接调控下表达高水平的SDF1,从而召募滞留循环中表达CXCR4的干细胞[25]。
故低氧可能对MSC和相应的组织同时具有调剂相应分子表达的作用,从而提高多能干细胞向缺血部位的迁移。
低氧对HIF1等信号通路的调剂
氧浓度对细胞生理特性的阻碍必然有其分子机制。
低氧下,细胞的要紧反映之一为HIF1的稳固性升高,这时HIF1可结归并激活一系列缺氧反映元件,如VEGF等。
HIF1是由转录因子HIF1α和组成性表达的芳香烃受体核转运蛋白(ARNT)所组成,在氧浓度升高时,脯氨酸羟化酶的活化使HIF1α被羟基化修饰,羟基化的HIF1α可被pVHL(希佩尔林道蛋白)识别,结归并泛素化而降解。
HIF2α也是受氧气调剂的关键因子,与HIF1α具有相当大的同源性,但它们调剂不同的靶基因。
低氧不仅调剂HIF,还致使其它多种转录反映、转录后修饰、细胞蛋白定位的改变。
低氧诱导的信号通路涉及血管生成、糖酵解、生长因子信号、永生化、基因的稳固性、pH调剂等重要的生物学进程[29-32](附图)。
结语
低氧是一种重要的生理和病理现象,在不同氧浓度下,MSC具有不同存活能力、增殖潜能、分化偏向和迁移能力。
目前,低氧对MSC分化阻碍的研究要紧集中在向成软骨、成骨、成脂方面,对其向其它类型细胞分化的阻碍未有报导;关于低氧阻碍MSC迁移的分子机制研究得也不够充分,这些方面有待深切探讨;另一方面,探讨究竟什么样的氧浓度最有利于MSC的培育、扩增,这方面的研究将为临床移植提供重要的参考依据。
【参考文献】
1GengYJ.Molecularmechanismsforcardiovascularstemcellapoptosisandgrowthintheheartswithatheroscleroticcoronarydiseaseandischemicheartfailure.AnnNYAcadSci,2003;1010:
687-697
2ZhuW,ChenJ,CongX,etal.HypoxiaandserumdeprivationinducedapoptosisinmesenchymalstemCells,2006;24:
416-425
3FollmarKE,DecroosFC,PrichardHL,etal.Effectsofglutamine,glucose,andoxygenconcentrationonthemetabolismandproliferationofrabbitadiposederivedstemcells.TissueEng,2006;[Epubaheadofprint]
4GreijerAE,vanderWallE.Theroleofhypoxiainduciblefactor1(HIF1)inhypoxiainducedapoptosis.JClinPathol,2004;57:
1009-1014
5BrusselmansK,BonoF,CollenD,etal.Anovelroleforvascularendothelialgrowthfactorasanautocrinesurvivalfactorforembryonicstemcellsduringhypoxia.JBiolChem,2005;280:
3493-3499
6TangYL,TangY,ZhangYC,etal.Improvedgraftmesenchymalstemcellsurvivalinischemicheartwithahypoxiaregulatedhemeoxygenase1vector.JAmCollCardiol,2005;46:
1339-1350
7MangiAA,NoiseuxN,KongD,etal.MesenchymalstemcellsmodifiedwithAktpreventremodelingandrestoreperformanceofinfarctedhearts.NatMed,2003;9:
1195-1201
8D′IppolitoG,DiabiraS,HowardGA,etal.LowoxygentensioninhibitsosteogenicdifferentiationandenhancesstemnessofhumanMIAMIcells.Bone,2006;39:
513-522
9GraysonWL,ZhaoF,IzadpanahR,etal.Effectsofhypoxiaonhumanmesenchymalstemcellexpansionandplasticityin3Dconstructs.JCellPhysiol,2006;207:
331-339
10BoschP,PrattSL,SticeSL.Isolation,characterization,genemodification,andnuclearreprogrammingofporcinemesenchymalstemcells.BiolReprod,2006;74:
46-57
11LinQ,LeeYJ,YunZ.Differentiationarrestbyhypoxia.JBiolChem,2006;281:
30678-30683
12LennonDP,EdmisonJM,CaplanAI.Cultivationofratmarrowderivedmesenchymalstemcellsinreducedoxygentension:
effectsoninvitroandinvivoosteochondrogenesis.JCellPhysiol,2001;187:
345-355
13XieXJ,WangJA,CaoJ,etal.Differentiationofbonemarrowmesenchymalstemcellsinducedbymyocardialmediumunderhypoxicconditions.ActaPharmacolSin,2006;27:
1153-1158
14MoussaviHaramiF,DuwayriY,MartinJA,etal.Oxygeneffectsonsenescenceinchondrocytesandmesenchymalstemcells:
consequencesfortissueengineering.IowaOrthopJ,2004;24:
15-20
15GenbacevO,ZhouY,LudlowJW,etal.Regulationofhumanplacentaldevelopmentbyoxygentension.Science,1997;277(5332):
1669-1672
16GiacciaAJ,SimonMC,JohnsonR.Thebiologyofhypoxia:
theroleofoxygensensingindevelopment,normalfunction,anddisease.GenesDev,2004;18:
2183-2194
17SchipaniE,RyanHE,DidricksonS,etal.Hypoxiaincartilage:
HIF1alphaisessentialforchondrocytegrowtharrestandsurvival.GenesDev,2001;15:
2865-2876
18StuderL,CseteM,LeeSH,etal.Enhancedproliferation,survival,anddopaminergicdifferentiationofCNSprecursorsinloweredoxygen.JNeurosci,2000;20:
7377-7383
19YunZ,MaeckerHL,JohnsonRS,etal.InhibitionofPPARgamma2geneexpressionbytheHIF1regulatedgeneDEC1/Stra13:
amechanismforregulationofadipogenesisbyhypoxia.DevCell,2002;2:
331-341
20WangDW,FermorB,GimbleJM,etal.InfluenceofoxygenontheproliferationandmetabolismofadiposederivedadultstemCellPhysiol,2005;204:
184-191
21MalladiP,XuY,ChiouM,etal.Effectofreducedoxygentensiononchondrogenesisandosteogenesisinadiposederivedmesenchymalcells.AmJPhysiolCellPhysiol,2006;290:
C1139-1146
22LeeJH,KempDM.Humanadiposederivedstemcellsdisplaymyogenicpotentialandperturbedfunctioninhypoxicconditions.BiochemBiophysResCommun,2006;341:
882-888
23UttingJC,RobinsSP,Brand
- 配套讲稿:
如PPT文件的首页显示word图标,表示该PPT已包含配套word讲稿。双击word图标可打开word文档。
- 特殊限制:
部分文档作品中含有的国旗、国徽等图片,仅作为作品整体效果示例展示,禁止商用。设计者仅对作品中独创性部分享有著作权。
- 关 键 词:
- 低氧 间充质 干细胞 阻碍