第二章植物组织培养基本操作.docx
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第二章植物组织培养基本操作
教学目的:
了解植物组织培养培养的培养基种类、成分及其特点,学习植物组织培养基本操作,了解离体培养环境条件,以及炼苗移栽基本方法。
职业技能教学点:
具有植物组织培养基本操作程序的认知。
能够识别各类培养基特点,熟悉MS培养基成分;具有制作培养基能力,具有选择外植体、表面灭菌、无菌接种等基本能力;具有植物组织培养条件控制基本能力;有进行组培苗驯化练苗的基本能力。
教学时间:
10学时
教学重点:
各类培养基特点,固体培养基制作,外植体的选择及表面灭菌,外植体培养条件,组培苗驯化原则及常规移栽方法。
教学难点:
各类培养基特点,培养基制作及高压灭菌操作,外植体的表面灭菌,外植体培养中易出现的问题及其解决办法,试管苗的特点。
教学内容:
第一节培养基成分、种类及特点
植物生长必需16种基本元素:
N、P、K、Ca、Mg、S、Fe、Mn、B、Cu、Zn、Mo、Cl、C、H、O。
离体培养条件下,各种元素主要从培养基中获得:
H和O来源于水,C来源于添加的糖类,其它矿质元素来源于组成培养基的无机盐。
培养基是根据植物生长所需营养成分,配制成的供植物生长的人工制作的营养物质。
一、培养基的成分
不同植物组织器官所需要的营养条件不完全一样,培养基营养成分也有差异,但总的来说,培养基一般包括无机盐、有机化合物和生长调节剂三大基本组成成分。
1、无机盐类离体组织生长发育的基本成分,根据植物对必需元素需要的量,可以分为以下两类:
大量元素—植物所需元素的使用量一般在每升几十-几千毫克,有C、H、O、N、P、K、Ca、Mg、S。
微量元素—植物所需元素的浓度小于10-5~10-7mol/L,Fe、Cu、Zn、Mn、Mo、B、Cl。
除C、H、O外,其它矿质元素通常以一定浓度的无机化合物形式,按一定比例配制而成,溶于水中以离子态被吸收,N有硝态氮KNO3和铵态氮(NH4)2SO4两类提供。
2、有机化合物
培养基中只有无机盐叫做基本培养基,为使培养物更好的生长,还需添加有机成分,常用有糖类、维生素、醇类、嘌呤、氨基酸等。
⑴糖类离体培养物生长与发育不可缺少的有机成分,即作为碳源,又维持培养基的渗透压在1.5-4.1MPa。
多使用蔗糖,试管苗生长与繁殖浓度2-3%,幼胚培养4-6%,某些特殊培养中用8-10%。
细胞和原生质体培养还用麦芽糖、葡萄糖、果糖。
⑵维生素类参与酶的形成、蛋白质、脂肪代谢,明显的促进离体培养物的生长。
盐酸硫胺素-VB1、盐酸吡哆醇-VB6、烟酸-Vpp、生物素-VH、维生素C-Vc。
⑶肌醇促进糖的转化、维生素和激素的利用,对胚状体和芽的形成有良好影响。
用量一般50-100mg/L。
⑷腺嘌呤合成各种细胞分裂素的前体物质之一,利于细胞分裂,促进芽的形成和生长。
⑸氨基酸蛋白质的成分,是有机氮化合物,常用甘氨酸和多种氨基酸混合物如水解酪蛋白、水解乳蛋白。
⑹其它复合成分成分尚不清楚的天然提取物,如椰乳、香蕉汁、酵母提取液、番茄汁、麦芽糖等。
3、生长调节物质组织培养中常用:
⑴生长素类-生长素主要促进细胞分裂的生长,促进细胞脱分化,有利于诱导愈伤组织的产生,生长素与细胞分裂素同时使用有协调作用,在离体培养分化调节中,生长素促进根的形成抑制芽的形成,液体培养中利于体细胞胚胎发生。
常用IAA、IBA、NAA、2,4-D。
⑵细胞分裂素类-促进细胞分裂和扩大,调解器官分化,延缓组织衰老,增强蛋白质合成,能改善其它激素作用,离体培养中,促进不定芽的发生,与生长素协调作用可有效控制培养物的生长与分化。
常用6-BA、ZT、KT、2iP。
⑶赤霉素类-促进细胞伸长生长、诱导花芽形成、打破种子休眠以及诱导单性结实等生理功能。
目前主要是赤霉酸GA3。
离体培养下,还与生长素协调作用对形成层分化有影响,刺激体细胞胚进一步发育成植株。
4、水
一切生命活动不可缺少的重要成分,离体培养中,级是培养基营养成分的溶剂,又是培养基的重要组成部分,占培养基成分的95%。
天然水或自来水不能直接用于培养基配制,原生质体培养、细胞培养及分生组织培养一般应用双蒸水或超纯水,大批量快速繁殖培养,可用一般蒸馏水或纯净水。
5、其它附加成分
⑴琼脂来自海藻的多糖类物质,组织培养中最常用作凝固剂,是最方便、最好的凝固剂和支持物,常用量0.6%-1.0%,不是培养基必需成分。
⑵活性炭常用的吸附剂,某些培养类型中,可以吸附培养过程中产生的一些有毒物质,有利于培养物的生长。
常用浓度0.5%左右,其吸附作用选择性较差,常受温度影响,低温吸附效果好,高温吸附能力降低甚至解吸附。
二、常用培养基的种类、配方及特点
(一)培养基种类
1、根据态相分:
固体培养基-加凝固剂的培养基
液体培养基-不加凝固剂的培养基。
2、根据培养过程分:
初代培养基-初次接种外植体的培养基。
继代培养基-接种初代培养之后培养物的培养基。
3、根据作用分:
诱导培养基、增殖培养基、生根培养基。
4、根据营养水平分:
基本培养基、完全培养基。
(二)几种常用培养基
组织培养常用的基本培养基有:
MS、MT、White、Nitsch、Blaydes、N6、B5、NT、SH、Miller、Heller等。
(三)几种常见培养基的特点
1、富盐平衡培养基无机盐浓度高,元素比例适当,离子平衡好,具有较强的缓冲性,培养中维持较好的稳定性,含高量氮、钾,营养丰富,元素种类齐全,MS培养基使用最广泛。
2、低盐培养基无机盐浓度低,有机成分含量低,多数作为生根培养基、胚胎培养使用,常用White培养基。
3、高硝态盐培养基较低铵盐,高硝酸盐和盐酸硫胺素B5培养基适合双子叶植物特别是木本植物的生长。
N6培养基为水稻等禾谷类花药培养设计,KNO3和(NH4)2SO4含量高,不含钼。
SH培养基(NH4)H2PO4代替(NH4)2SO4,矿质浓度较高,多数单子叶和双子叶植物上使用较好。
4、中盐培养基大量元素无机盐为MS的1/2,微量元素种类减少含量增高,无肌醇维生素种类多,增加生物素、叶酸,有H、Hitsch、Miller、Blaydes等培养基,适用于特殊细胞培养。
第二节培养基的制备
一、培养基母液的配制
制作一升培养基所需药品20多种,在实际制作时如果每次制作都称量20多次,浪费时间和精力;同时每升培养基所用药品有的很少,如盐酸硫胺素只需0.025mg,即使是电子天平也不可能感量那么小的单位。
因此,为节省时间和配制的准确,需将各种药品浓缩成一定倍数,并且混合成一定母液,进行保存。
制作培养基时根据需制培养基数量取用母液。
(一)营养成分的配制
根据药品性质将母液配制成以下四类:
1、大量元素
可以混在一起配制成10—20倍液,硫酸镁和氯化钙Ca2+和Mg2+会与磷酸盐混合,产生不溶性沉淀,要分别单独配制Ca2+与PO4-一起混合易沉淀,定容后消失。
2、微量元素
可配成100—200倍混合母液,KI可单独配。
3、铁盐
硫酸亚铁和EDTA钠盐易沉淀,需单独配制,配成100—200倍鳌合剂不易沉淀。
4、有机化合物
维生素、肌醇、氨基酸等一起配成100或200液,也可分别配制。
(二)植物生长调节物质的配制
植物生长调节物质分别配成母液储于冰箱,浓度一般为0.5-1mg/ml。
1、IAA、NAA先用少量95%酒精使之充分溶解,
2、2,4-D可用少量0.1mol/L的NaOH溶液充分溶解,再缓缓加蒸馏水定容至需要的体积。
3、KT和BA等细胞分裂素类,先用少量0.1mol/L的HCl溶解,再用蒸馏水定容至需要的体积。
(三)药品用量的计算:
配制母液时药品用量(mg)=配方用量(mg)×浓缩倍数×制备容量(L)
(四)保存
1、各类母液写上标签,标签上注明母液名称及制备1L培养基的母液取用量。
2、2-4℃冰箱保存。
二、培养基的制备
配制好培养基母液后,要用于植物的离体培养,还需制作成一定的培养基质—培养基,才能进行植物的离体培养。
(一)母液取用量的计算
制备培养基时母液取用量(ml)=1000÷浓缩倍数×制备培养基数量(L)
(二)培养基制作程序
1、按大量元素、微量元素、铁盐、有机成分顺序将母液取出,混合。
2、适量蒸馏水放入加热容器,蒸馏水应少于所制培养基数量,约终体积的2/3-3/4,接通电源加热。
3、向加热容器中加入称量好的琼脂(0.6-0.8%),搅拌加热,至完全溶化。
4、琼脂熬化后,称取相应量的蔗糖(2-3%),加入加热容器中至溶解。
5、将母液混合液加入到加热容器中,混匀。
6、蒸馏水定容至所需体积。
7、测试培养基溶液的PH值(5.8-6.0),过高滴加0.1mol/L的HCL调整,过低滴加0.1mol/L的NaOH调整。
8、迅速分装到培养瓶中,备用。
培养基是离体培养物赖以生存和生长的人工环境的重要组成部分,常用的培养基依据其物理状态的不同分为固态培养基和液态培养基。
固态培养基一般使用琼脂为凝固剂,也有使用卡拉胶或魔芋粉为凝固剂的。
液态培养基不使用凝固剂,但需要在容器中置入适当的支撑物,试管为培养容器的支撑物可用滤纸桥,底面积较大的培养容器,支撑物可选用脱脂棉以及某些性质稳定的高分子材料。
三、培养基及培养器械的灭菌
制备好的培养基如果带菌,会导致植物离体培养失败,因而还要对培养基进行灭菌处理。
(一)高压蒸汽灭菌
培养基的灭菌一般采用湿热灭菌法:
1、培养瓶及培养器械放入高压灭菌锅。
2、灭菌锅加水至淹没电热丝
3、封闭高压灭菌锅各出气口。
4、接通电源加压至49kPa(0.5MPa)
5、打开排气阀,排冷气至压力为0kPa。
6、继续加压至108kPa(1.1mPa-1.2Mpa,即121℃)
7、当压力至108kPa(1.1mPa-1.2Mpa,即121℃)时,稳压在此压力15-20min。
8、关闭电源,自然冷却至压力为0kPa。
9、取出培养基和器械冷却,贮存于30℃以下室内。
(二)干热灭菌
培养瓶、三角瓶、试管等玻璃器皿及接种器械,可以进行干热灭菌。
即将洗涤干净的玻璃器皿放到烘箱中,在150℃温度下,干热灭菌1小时,或120℃下灭菌2小时。
灭菌完毕冷却后取出器械贮存。
贮存室要保持无菌、干燥、以免造成培养基的二次污染。
灭菌后的培养基一般应在2周内使用,时间过长易造成潜在的污染。
此外,培养基灭菌后如果出现过多沉淀或琼脂不凝固等现象,该培养基不能继续使用,应查明原因重新配制。
LAA、ZTA、BA及维生素遇热不稳定,有条件最好进行过滤灭菌。
第三节外植体无菌接种
一般来说,无论何种类型的组织培养技术,起始阶段均涉及外植体取材、灭菌、接种与培养等基本过程。
现在对这一共同过程进行介绍。
一、植物材料的培养与取材
外植体—是指用于离体培养的活的植物组织、器官等材料,是植物离体培养的基础材料。
外植体来源的环境以及外植体的类型,均会影响将来培养的效果,而灭菌、接种和培养条件的选择与控制,也与外植体的来源和类型有关。
1、外植体的来源
生长在自然环境下的植物
三种有目的地培育在温室控制条件下生长的植物
无菌环境下已经过离体培养的植物
自然环境中生长的植株,一般带有微生物,有的甚至与某些微生物具有某种寄生关系,从而使其具有所谓的内生菌。
取自这些植物的外植体,尽管经过了严格的灭菌处理,但在培养过程中仍然会有微生物滋生,从而影响培养效果。
因此,在大多数情况下,应尽量使用温室或人工气候室控制培养的植物材料作为外植体来源,减少培养过程中的微生物感染概率。
同时,生长在控制条件下的植物可以保持培养料间的一致性,提高实验的可重复性,也便于培养技术的规范。
某些多年生植物或特殊材料,必须取自自然生长的植物,就需要尽可能避免使用那些生长过于潮湿和不洁净环境中的植物。
对于培养过程中可能出现内生菌污染的材料,应尽量取生长旺盛期的生长点部位作为起始培养的材料。
2、供体植株的管理
取自室外的外植体材料,供体植株的管理十分重要,这与外植体培养时的污染率密切相关。
植株管理中应注意:
⑴避免昆虫危害许多昆虫如蚜虫、螨类和飞虱是许多植物病虫害的传播媒介,会引起植物组织的潜在感染。
⑵注意防病尤其是真菌和细菌病害的侵染,取自感病植株的外植体,在培养中的污染率远远高于来自健康植株的外植体,必要时需使用化学药剂防治病害。
⑶控制湿度给供体植株浇水时应从根部给水,避免从上部浇水,以免上部形成易于病原侵染的湿度环境;尽可能降低温室湿度;取材前尽可能保持植株干爽。
1、材料取材
⑴材料选择
培养材料应选择有代表性的主要植物、选择性状优良的种质或特殊的基因型。
快速繁殖时应在植株生长的最适时期取材,花药培养应在花粉发育到单核期取材。
选取材料的大小一般在0.5-1.0cm之间。
胚胎培养或脱毒在0.5cm以下。
材料太大易污染,材料太小难于成活。
⑵采收
从生长健壮的无病虫害的植株上选取发育正常的器官和组织。
最好采用茎尖,后代性状较稳定,携带细菌较少。
二、预处理与表面灭菌
1、预处理
先对植物材料进行修剪整理,去掉不需要部分,将准备使用的植物材料(外植体)在流水中冲洗20-60分钟,备用。
如特别不洁的外植体,可先用加有洗涤剂的水清洗10-15分钟,再用流水冲洗干净。
2、表面灭菌
(1)操作人员穿戴灭菌过的工作服、口罩。
进入接种室前双手用洗涤剂清洗干净,操作前再用70%酒精或消毒剂擦洗双手。
(2)操作期间双手和台面常用70%酒精或消毒剂擦拭。
超净工作台使用前必须用紫外灯照射杀菌,然后开启风机。
(3)接种用工具(解剖刀、剪刀、镊子)可放入75%酒精中,使用时需火焰灼烧灭菌,冷却后使用。
(4)外植体放入超净工作台内,置70%酒精中5-60秒,0.1升汞6-10分钟,或10%的漂白粉上清液中10-15分钟,然后用无菌水冲洗3-5次。
灭菌时需进行搅动。
三、外植体的接种—无菌接种
外植体的接种是把经过表面灭菌后的植物材料切碎或分离出器官、组织、细胞、转放到无菌培养基上的全部操作过程。
整个过程均需无菌操作。
(1)借助接种用工具将材料切割分离。
(2)将培养基放入超净工作台内,火焰灼烧培养基瓶口,然后打开培养瓶口,置培养瓶为斜角,避免灰尘落入平中。
(3)迅速将切割分离下的所需组织、细胞、器官,放入培养基上,及时盖上瓶盖。
(4)工具用后应及时灭菌,避免交叉污染。
(5)工作人员操作时禁止不必要的谈话。
第四节外植体的培养
接种只是完成了离体培养的第一步,植物离体培养和栽培植物一样,生长过程中也受到各种环境因素的影响。
培养条件是离体培养能否成功的关键。
在培养基条件适宜的基础上,影响试管苗生长的主要因素有光照、温度、湿度、氧气。
一、外植体的培养条件
1、光照
光照对植物生长发育有重要作用,是离体培养中非常重要的环境因素。
光照强度、光质以及光照时间,对细胞的增殖、器官的分化都有很大影响。
除特殊要求外,一般都采用日光灯作光源,光照强度1000-5000Lx,根据不同植物或器官需要,可以每天连续光照12-16小时,也可每天光照16小时,8小时黑暗。
2、温度
离体培养中对温度的控制比光照更为重要,大所数植物最适温度在23-32℃之间。
培养室温度是25±2℃。
低于15℃时,培养的组织生长停顿,高于35℃对生长也不利。
因此,培养室应安装空调机或其他的控温设备。
3、湿度
培养瓶内相对湿度通常是100%,而环境中的相对湿度会直接影响培养基的水分蒸发。
因此,培养过程中,培养室一般要求相对湿度保持在70-80%,相对湿度过低影响培养物生长和分化,应向室内喷洒水,以提高湿度;过高杂菌滋生,大量污染,应及时地通风除湿。
4、氧气
离体培养的试管苗是需要氧气的,在固体培养或液体静置培养时,如果组织完全浸入培养基中,与氧气隔绝,就会停止生长。
因此,接种时要有部分组织合空气接触。
振荡培养是解决通气的良好办法。
固体培养中,如瓶塞不透气,培养物也不能生长,要选择通气性好的培养瓶盖,增加可利用的氧气,迅速除去释放出来的CO2,有利于外植体外层细胞开始分裂。
离体培养中容易出现三个问题:
污染、褐变、玻璃化
二、外植体的成苗途径
外植体的成苗途径有三种:
(一)外植体-愈伤组织-完整植株。
具体又可分为三种:
1、愈伤组织-同时长芽和根-植株。
2、愈伤组织-茎-根-植株。
3、愈伤组织-根-芽-植株。
(二)外植体-胚状体-植株。
可从以下几种培养物中产生:
1、器官上发生。
2、愈伤组织上发生。
3、游离单细胞发生。
4、小孢子发生。
诱导胚状体比诱导芽数量多、速度快、结构完整。
(三)外植体-直接形成根与芽-植株。
如茎尖培养。
三、离体培养中常见问题
(一)污染的原因及其预防措施
1、污染原因
污染是指在组织培养过程中培养基和培养材料滋生杂菌,导致培养失败的现象。
病原菌:
细菌及真菌两大类。
污染特点:
⑴细菌污染特点-菌斑呈黏液状,接种后1-2天发现。
污染途径:
外植体带菌
培养基及器皿灭菌不彻底
操作人员未遵守操作规程
⑵真菌污染的特点-污染部分长有不同颜色的霉菌,接种后3-10天发现。
污染途径:
周围环境不清洁
超净工作台过滤装置失效
培养瓶的口径过大
2、污染的预防措施
⑴防止材料带菌的措施-茎尖作外植体时,进行预培养(无糖)或暗培养。
-无糖营养液或自来水使枝条抽枝,以新抽嫩枝作外植体。
-晴天取材,下午取材,经日晒过可杀死部分细菌或真菌。
-接种时除去外部韧皮组织,只接内部的分生组织。
⑵外植体的灭菌
-多次灭菌法,1.3%次氯酸钠30min-无菌水3次-过夜-2.6%次氯酸钠30min-蒸馏水3次
-多种药液交替浸泡法,肥皂水-70-75%酒精数秒-0.5%RoccalB稀释液5min-5-10%次氯酸钠15-30min或0.1-0.2%升汞溶液5-10min-无菌水5次。
⑶器皿与金属器械的灭菌
玻璃器皿可采用湿热灭菌或干热灭菌
金属器皿一般火焰灭菌,也可干热灭菌
⑷布质制品的灭菌湿热灭菌
⑸无菌操作室的灭菌2%新捷尔灭或70%酒精擦拭(喷雾),紫外灯照射,定期甲醛和高锰酸钾熏蒸。
⑹严格按照操作程序。
(二)外植体的褐变及其防止措施。
1、褐变的原因
褐变是指外植体在培养过程中体内的多酚氧化酶被激活,使细胞内的酚类物质氧化成棕褐色的醌类物质,这种致死的褐变物向外扩散致使培养基逐渐变成褐色,抑制其它酶的活性,影响外植体的分化,最后变褐死亡的现象。
⑴基因型某些植物酚类物质含量较多。
⑵外植体的生理状态幼年的材料培养含醌类物质较少。
⑶培养基的成分
-过高的无机盐浓度
-生长调节物质使用不当,BA过多
-分生能力强的材料,氧化受抑制,褐变也被抑制
-培养条件不适宜,温度过高或光照过强,褐变加速。
⑷材料转移时间时间过长引起材料褐变。
2、褐变的防止措施
⑴选择适宜的外植体及最佳培养基。
⑵连续转移。
⑶加抗氧化物。
⑷加活性炭。
(三)玻璃化现象及其预防措施
1、玻璃化现象及其产生原因
玻璃化是在细胞生长过程中的环境产生变化,试管苗为了适应变化了的环境而呈玻璃状。
主要原因是:
⑴激素浓度BA浓度提高,导致玻璃化苗的产生。
⑵琼脂浓度琼脂浓度低,玻璃化苗增加。
⑶温度低温易形成玻璃化苗。
⑷光照时间一般要求10-12h,大于15h玻璃苗增加。
⑸通风条件培养瓶容量小,气体交换不良,玻璃化苗多。
⑥离子水平植物种类不同,离子形态比例量要求不同。
2、预防措施
⑴控制无机营养成分,降低氮(铵态氮)和氯。
⑵提高蔗糖和琼脂浓度
⑶降低细胞分裂素和赤霉素浓度,增加生长素比例。
⑷增加自然光照1000-1800lx,控制光照时间8-12h。
⑸适温生长,热击处理防止玻璃化发生。
⑥使用透气性好的封口膜。
⑺培养基中加入间苯三酚、根皮苷或多效唑、矮壮素。
第五节试管苗的驯化移栽
一、试管苗的特点
1、试管苗的生态环境
组织培养出来的苗通称试管苗或组培苗。
试管苗长期生活在密闭容器中,形成其独特生态系统,与外界环境相比,有四大差异
⑴高恒温
试管苗整个生长过程中采用的是恒温培养,温差很小。
并且温度一般控制在25+2℃甚至更高。
外界环境条件温度不断变化,其调节由太阳辐射决定,温差很大,而且一般不会达到25+2℃。
⑵高湿
试管瓶内水分移动途径有两条:
试管苗水分从气孔蒸腾
培养基向外蒸发,凝结后又进入培养基
水分移动循环造成瓶内相对湿度接近100%,远远大于瓶外空气湿度,故试管苗蒸腾小。
⑶弱光
试管瓶内光照一般比太阳光弱,幼苗生长也较弱,不能受太阳光直接照射。
⑷无菌
试管苗所在环境无菌,与外界有菌环境不同,试管苗也无菌,同时,培养瓶内气体环境较为特殊,与外界环境有很大差异。
因此,培养瓶内与自然环境(外界环境)有极大差异,试管苗从瓶内到外界,要适应这种差异,就必须有一个驯化过程。
2、试管苗特点
⑴试管苗生长细弱、茎叶表面角质层不发达⑵叶绿体的光合作用较差⑶叶片气孔数目少,活性差⑷根的吸收功能差⑸对逆境的适应性和抵抗能力较差
二、试管苗的驯化
1、驯化的目的
提高试管苗对外界环境条件的适应性,提高光合能力,使试管苗健壮,提高试管苗移栽成活率。
2、驯化原则
调节温湿光和无菌等环境要素,开始和培养条件相似,后期与预计栽培条件相似。
3、驯化方法
将长有完整试管苗的培养瓶由培养室转到伴遮荫的自然光下锻炼,并打开瓶盖注入少量自来水使幼苗逐渐降低温度,转向有菌,一般进行1-2周。
三、试管苗的移栽
1、常规移栽法
将已诱导出大量根的试管苗,驯化3-5天,移到无菌混合土中,保持一定的温度和水分,当长出2-3片新叶时,栽到田间或盆钵中。
2、直接移栽法
直接将试管苗移栽到盆钵的方法。
3、嫁接移栽法
指选取生长良好的同一植物的实生苗或幼苗作砧木,用试管苗做接穗进行嫁接的方法。
嫁接移栽优点:
1、移栽成活率高。
2、适用范围广,嫁接移栽也适用于弱苗或污染苗。
3、所需时间短,20天左右成活,缓苗期10-15天。
4、植株生长发育较快。
四、提高试管苗移栽成活率的途径
1、试管苗的生理状况
同一种植物的试管苗,壮苗移栽比弱苗移栽成活率高。
2、植物生长调节物质
生长素(NAA)利于生根,不同植物适应的生长素种类不同。
3、无机盐浓度
降低无机盐浓度对植物生根效果比较好,有利于移栽成功。
4、活性炭
少量活性炭利于嫩茎生根,尤其是酸、碱和有机溶剂洗过的活性炭,效果更佳。
5、环境因子
环境条件关键是控制好移栽前10天的光、温、湿工作,避免太阳直射,温度在25-30℃为好,开始湿度最好保持在85%以上。
6、使试管苗逐渐从无菌向有菌过渡
对于移栽后成活率低的植物,第一次移栽最好选用灭过菌的基质,以提高移栽成活率。
思考题:
1、分别写出MS、N6、White培养基特点。
2、写出培养基高压灭菌操作程序。
3、简述植物离体培养的无菌操作程序。
4、玻璃化现象的原因及其预防措施。
5、试分析外植体培养中污染的防治措施。
6、说明试管苗驯化原则、目的和方法。
7、简述提高试管苗移栽成活率途径。
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