实验总结Western blot.docx

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实验总结Westernblot

WesternBlot

WesternBlot法采用的是聚丙烯酰胺凝胶电泳，被检测物是蛋白质，“探针”是抗体，“显色”用标记的二抗。

经过PAGE（聚丙烯酰胺凝胶电泳）分离的蛋白质样品，转移到固相载体（例如硝酸纤维素薄膜）上，固相载体以非共价键形式吸附蛋白质，且能保持电泳分离的多肽类型及其生物学活性不变。

以固相载体上的蛋白质或多肽作为抗原，与对应的抗体起免疫反应，再与酶或同位素标记的第二抗体起反应，经过底物显色或放射自显影以检测电泳分离的特异性目的基因表达的蛋白成分。

该技术也广泛应用于检测蛋白水平的表达

WB-蛋白提取

大部分蛋白质都可溶于水、稀盐、稀酸或碱溶液，少数与脂类结合的蛋白质则溶于乙醇、丙酮、丁醇等有机溶剂中，因些，可采用不同溶剂提取分离和纯化蛋白质及酶。

（一）水溶液提取法

稀盐和缓冲系统的水溶液对蛋白质稳定性好、溶解度大、是提取蛋白质最常用的溶剂，通常用量是原材料体积的1-5倍，提取时需要均匀的搅拌，以利于蛋白质的溶解。

提取的温度要视有效成份性质而定。

一方面，多数蛋白质的溶解度随着温度的升高而增大，因此，温度高利于溶解，缩短提取时间。

但另一方面，温度升高会使蛋白质变性失活，因此，基于这一点考虑提取蛋白质和酶时一般采用低温（5度以下）操作。

为了避免蛋白质提以过程中的降解，可加入蛋白水解酶抑制剂（PMSF）。

下面着重讨论提取液的pH值和盐浓度的选择。

1、pH值

蛋白质，酶是具有等电点的两性电解质，提取液的pH值应选择在偏离等电点两侧的pH范围内。

用稀酸或稀碱提取时，应防止过酸或过碱而引起蛋白质可解离基团发生变化，从而导致蛋白质构象的不可逆变化，一般来说，碱性蛋白质用偏酸性的提取液提取，而酸性蛋白质用偏碱性的提取液。

2、盐浓度

稀浓度可促进蛋白质的溶解，称为盐溶作用。

同时稀盐溶液因盐离子与蛋白质部分结合，具有保护蛋白质不易变性的优点，因此在提取液中加入少量NaCl等中性盐，一般以0.15mol/l浓度为宜。

缓冲液常采用0.02-0.05M磷酸盐和碳酸盐等渗盐溶液。

（二）有机溶剂提取法

一些和脂质结合比较牢固或分子中非极性侧链较多的蛋白质和酶，不溶于水、稀盐溶液、稀酸或稀碱中，可用乙醇、丙酮和丁醇等有机溶剂，它们具的一定的亲水性，还有较强的亲脂性、是理想的提脂蛋白的提取液。

但必须在低温下操作。

丁醇提取法对提取一些与脂质结合紧密的蛋白质和酶特别优越，一是因为丁醇亲脂性强，特别是溶解磷脂的能力强；二是丁醇兼具亲水性，在溶解度范围内不会引起酶的变性失活。

另外，丁醇提取法的pH及温度选择范围较广，也适用于动植物及微生物材料。

一、单层贴壁细胞总蛋白的提取：

1.倒掉培养液，并将培养皿倒扣在吸水纸上使吸水纸吸干培养液

2.每皿细胞加1ml4℃预冷的PBS（0.01MpH7.2～7.3）。

平放轻轻摇动1min洗涤细胞，然后弃去洗液。

重复以上操作两次，共洗细胞三次以洗去培养液。

将PBS弃净后把培养瓶置于冰上。

3.按1ml裂解液加10μPMSF（100mM），摇匀置于冰上。

（PMSF要摇匀至无结晶时才可与裂解液混合。

）

4.每皿细胞加400μl含PMSF的裂解液，于冰上裂解30min，为使细胞充分裂解培养皿要经常来回摇动。

5.裂解完后，用干净的刮棒将细胞刮于培养瓶的一侧（动作要快），然后用枪将细胞碎片和裂解液移至1.5ml离心管中。

（整个操作尽量在冰上进行。

）

6.于4℃下12000rpm离心5min。

（提前开离心机预冷）

7.将离心后的上清分装转移倒0.5ml的离心管中放于-20℃保存。

二、组织中总蛋白的提取：

1.将少量组织块置于1～2ml匀浆器中球状部位，用干净的剪刀将组织块尽量剪碎。

2.加400μ单去污剂裂解液裂（含PMSF）于匀浆器中进行匀浆。

然后置于冰上。

3.几分钟后再碾一会儿再置于冰上，要重复碾几次使组织尽量碾碎。

4.裂解30min后，即可用移液器将裂解液移至1.5ml离心管中，然后在4℃下12000rpm离心5min，取上清分装于0.5ml离心管中并置于-20℃保存。

三、加药物处理的贴壁细胞总蛋白的提取：

由于受药物的影响，一些细胞脱落下来，所以除按

（一）操作外还应收集培养液中的细胞。

以下是培养液中细胞总蛋白的提取：

1.将培养液倒至15ml离心管中，于2500rpm离心5min。

2.弃上清，加入4mlPBS并用枪轻轻吹打洗涤，然后2500rpm离心5min。

弃上清后用PBS重复洗涤一次。

3.用枪洗干上清后，加100μ裂解液（含PMSF）冰上裂解30min，裂解过程中要经常弹一弹以使细胞充分裂解。

4.将裂解液与培养瓶中裂解液混在一起4℃.12000rpm离心5min，取上清分装于0.5ml离心管中并置于-20℃保存。

（可在蛋白浓度测定结束后用SDS稀释蛋白后再保存）

WB-BCA蛋白含量测定

一、原理：

BCA（bicinchoninincacid）与二价铜离子的硫酸铜等其他试剂组成的试剂，混合一起即成为苹果绿，即BCA工作试剂。

在碱性条件下，BCA与蛋白质结合时，蛋白质将Cu2+还原为Cu+，一个Cu+螯合二个BCA分子，工作试剂由原来的苹果绿形成紫色复合物，该水溶性的复合物在562nm处显示强烈的吸光性，吸光度和蛋白浓度在广泛范围内有良好的线性关系，因此根据吸光值可以推算出蛋白浓度。

二、产品特点：

1.步骤简单，45分钟内完成测定，比经典Lowry法快4倍而且更加方便。

2.灵敏度高，检测浓度下限达到25ug/ml，最小检测蛋白量达到0.5ug，待测样品体积为1-20ul。

3.在50-2000ug/ml浓度范围内有良好的线性关系。

4.检测不同蛋白质分子的变异系数远小于考马斯亮蓝法蛋白定量。

三、注意事项：

1.蛋白标准品需在全部溶解后先混匀，再稀释再稀释成一系列不同浓度的蛋白标准。

标准品曲线配制时，如果吸量不准确或者加样枪不精确会造成标准曲线相关系数减小，可根据需要使用倍比梯度稀释的方法来配制，或者使用精确度高的加样枪。

2.SolutionA和SolutionB混合成工作液时可能会有浑浊，但充分振荡混匀后就会消失，成为淡绿色的透明溶液。

3.需酶标仪一台，测定波长为540-590nm之间，562nm最佳；需96孔板。

如果没有酶标仪，也可以使用普通的分光光度计测定，但是测定蛋白浓度时，需根据测定吸光度的杯子的体积，按比例调整A液，B液和样品的体积。

使用分光光度计测定蛋白浓度时，每个试剂盒可以测定的样品数量可能会显著减少。

4.BCA法测定蛋白浓度不受绝大部分样品中的化学物质的影响，可以兼容样品中高达5%的SDS，5%的TritonX-100，5%的Tween20,60,80。

但受螯合剂和略高浓度的还原剂的影响，需确保EDTA低于10mM，无EGTA，二硫苏糖醇低于1mM，β-巯基乙醇低于1mM.不适用BCA法时建议使用Bradford蛋白浓度测定试剂盒。

还可以考虑用超纯水稀释，透析/除盐，ACETONE/TCA沉淀蛋白后重溶于超纯水等方法来消除干扰物质的影响。

5.为了加快BCA法测定蛋白浓度的速度可以适当用微波炉加热，但是切勿过热。

6.如发现样品稀释液或裂解液本身就有较高背景，可试用Bradford法蛋白定量

四、操作步骤：

1．使用时将SolutionA摇晃混匀，根据样品数量，按50体积SolutionA加1体积SolutionB（50:

1）配制适量BCA工作液，充分混匀。

BCA工作液室温24小时内稳定。

2．蛋白标准品（0.5mg/mlBSA）：

取10ul蛋白标准品（5mg/ml）稀释至100ul，使终浓度为0.5mg/ml。

蛋白样品在什么溶液中，蛋白标准品也宜用什么溶液稀释。

但是为了简便起见，也可以用去离子水，0.9%NaCl或PBS稀释蛋白标准品。

3.标准曲线的绘制：

取一块酶标板，按照下表加入试剂

孔号01234567蛋白标准溶液（μL）01248121620去离子水（μL）2019181612840对应蛋白含量（μg）00.51.02.04.06.08.010.0

4.加适当体积（1μl）样品到96孔板的样品空中，加标准品稀释液到20微升.

5.各孔加入200μLBCA工作液,37℃放置30分钟。

然后在562nm下酶标仪比色测定。

也可以在室温放置2小时，或60℃放置30分钟。

BCA法测定蛋白浓度时，吸光度会随着时间的延长不断加深。

并且显色反应会因温度升高而加快。

如果浓度较低，适合在较高温度孵育，或延长孵育时间。

6.（BCA550）以蛋白含量（μg）为横坐标，吸光值为纵坐标，绘出标准曲线，根据所测样品的吸光值，在标准曲线上即可查得相应的蛋白含量及浓度，乘以样品稀释倍数即为样品实际浓度。

WB—SDS-PAGE电泳

一、原理：

聚丙烯酰氨凝胶（PAGE）电泳，是以聚丙烯酰胺凝胶作为支持介质的一种常用电泳技术。

聚丙烯酰胺凝胶由单体丙烯酰胺和甲叉双丙烯酰胺聚合而成，聚合过程由自由基催化完成。

催化聚合的常用方法有两种：

化学聚合法和光聚合法。

化学聚合以过硫酸铵（APS）为催化剂，以四甲基乙二胺（TEMED）为加速剂。

在聚合过程中，TEMED催化过硫酸铵产生自由基，后者引发丙烯酰胺单体聚合，同时甲叉双丙烯酰胺与丙烯酰胺链间产生甲叉键交联，从而形成三维网状结构，具有分子筛效应。

蛋白质在聚丙烯酰胺凝胶中电泳时，它的迁移率取决于它所带净电荷以及分子的大小和形状等因素。

如果加入一种试剂使电荷因素消除，那电泳迁移率就取决于分子的大小，就可以用电泳技术测定蛋白质的分子量。

1967年，Shapiro他们发现在样品介质和丙烯酰胺凝胶中加入离子去污剂和强还原剂巯基乙醇（SDS即十二烷基硫酸钠）后，蛋白质亚基的电泳迁移率主要取决于亚基分子量的大小（可以忽略电荷因素）

强还原剂如巯基乙醇，二硫苏糖醇能使半胱氨酸残基间的二硫键断裂。

SDS是阴离子去污剂，作为变性剂和助溶试剂，它能断裂分子内和分子间的氢键，使分子去折叠，破坏蛋白分子的二、三级结构。

由于十二烷基硫酸根带负电，在样品和凝胶中加入还原剂和SDS后，分子被解聚成多肽链，解聚后的氨基酸侧链和SDS结合成蛋白-SDS胶束，使各种蛋白质—SDS复合物都带上相同密度的负电荷，它的量大大超过了蛋白质分子原的电荷量，因而掩盖了不同种蛋白质间原有的电荷差别，SDS与蛋白质结合后，还可引起构象改变，蛋白质—SDS复合物形成近似“雪茄烟”形的长椭圆棒，不同蛋白质的SDS复合物的短轴长度都一样，约为18A（1A=10的负十次方米），这样的蛋白质—SDS复合物，在凝胶中的迁移率，不再受蛋白质原的电荷和形状的影响，而取决于分子量的大小由于蛋白质－SDS复合物在单位长度上带有相等的电荷，所以它们以相等的迁移速度从浓缩胶进入分离胶，进入分离胶后，由于聚丙烯酰胺的分子筛作用，小分子的蛋白质可以容易的通过凝胶孔径，阻力小，迁移速度快；大分子蛋白质则受到较大的阻力而被滞后，这样蛋白质在电泳过程中就会根据其各自分子量的大小而被分离。

浓缩胶的作用是有堆积作用，凝胶浓度较小，孔径较大，把较稀的样品加在浓缩胶上，经过大孔径凝胶的迁移作用而被浓缩至一个狭窄的区带。

当样品液和浓缩胶选TRIS/HCl缓冲液，电极液选TRIS/甘氨酸。

电泳开始后，HCl解离成氯离子，甘氨酸解离出少量的甘氨酸根离子。

蛋白质带负电荷，因此一起向正极移动，其中氯离子最快，甘氨酸根离子最慢，蛋白居中。

电泳开始时氯离子泳动率最大，超过蛋白，因此在后面形成低电导区，而电场强度与低电导区成反比，因而产生较高的电场强度，使蛋白和甘氨酸根离子迅速移动，形成一稳定的界面，使蛋白聚集在移动界面附近，浓缩成一中间层

SDS-PAGE一般采用的是不连续缓冲系统，与连续缓冲系统相比，能够有较高的分辨率。

PAGE根据其有无浓缩效应，分为连续系统和不连续系统两大类，连续系统电泳体系中缓冲液pH值及凝胶浓度相同，带电颗粒在电场作用下，主要靠电荷和分子筛效应。

不连续系统中由于缓冲液离子成分，pH，凝胶浓度及电位梯度的不连续性，带电颗粒在电场中泳动不仅有电荷效应，分子筛效应，还具有浓缩效应，因而其分离条带清晰度及分辨率均较前者佳。

不连续体系由电极缓冲液、浓缩胶及分离胶所组成。

浓缩胶是由AP催化聚合而成的大孔胶，凝胶缓冲液为pH6.7的Tris-HCl。

分离胶是由AP催化聚合而成的小孔胶，凝胶缓冲液为pH8.9Tris-HCl。

电极缓冲液是pH8.3Tris-甘氨酸缓冲液。

2种孔径的凝胶、2种缓冲体系、3种pH值使不连续体系形成了凝胶孔径、pH值、缓冲液离子成分的不连续性，这是样品浓缩的主要因素

因而SDS聚丙烯酰胺凝胶电泳可以用于测定蛋白质的分子量。

当分子量在15KD到200KD之间时，蛋白质的迁移率和分子量的对数呈线性关系，符合下式：

logMW=K-bX，式中：

MW为分子量，X为迁移率，k、b均为常数，若将已知分子量的标准蛋白质的迁移率对分子量对数作图，可获得一条标准曲线，未知蛋白质在相同条件下进行电泳，根据它的电泳迁移率即可在标准曲线上求得分子量。

SDS－聚丙烯酰胺凝胶电泳经常应用于提纯过程中纯度的检测，纯化的蛋白质通常在SDS电泳上应只有一条带，但如果蛋白质是由不同的亚基组成的，它在电泳中可能会形成分别对应于各个亚基的几条带。

SDS－聚丙烯酰胺凝胶电泳具有较高的灵敏度，一般只需要不到微克量级的蛋白质，而且通过电泳还可以同时得到关于分子量的情况，这些信息对于了解未知蛋白及设计提纯过程都是非常重要的。

二、试剂作用

1.过硫酸铵（APS）为催化剂

2.四甲基乙二胺（TEMED）为加速剂：

APS——提供自由基；TEMED——催化剂，催化自由基引起的聚合反应。

在聚合过程中，TEMED催化过硫酸铵产生自由基，后者引发丙烯酰胺单体聚合，同时甲叉双丙烯酰胺与丙烯酰胺链间产生甲叉键交联，从而形成三维网状结构

3.SDS是阴离子去污剂，作为变性剂和助溶试剂，它能断裂分子内和分子间的氢键，去蛋白质电荷、取消蛋白分子内的疏水作用、去多肽折叠，破坏蛋白分子的二、三级结构。

4.强还原剂如巯基乙醇，二硫苏糖醇能使半胱氨酸残基间的二硫键断裂。

在样品和凝胶中加入还原剂和SDS后，分子被解聚成多肽链，解聚后的氨基酸侧链和SDS结合成蛋白-SDS胶束，所带的负电荷大大超过了蛋白原有的电荷量，这样就消除了不同分子间的电荷差异和结构差异。

5.聚丙烯酰胺——为蛋白质电泳提供载体，其凝固的好坏直接关系到电泳成功与否，与促凝剂及环境密切相关；

凝胶浓度（%）

分子量范围（KB）

5

25-200

10

10-70 

15

<50

20

<40

三、步骤：

（一）清洗玻璃板

一只手扣紧玻璃板，另一只手蘸点洗涤剂轻轻擦洗。

两面都擦洗过后用自来水冲，再用蒸馏水冲洗干净后立在专用架子上晾干。

（二）灌胶与上样

1.玻璃板对齐后放入夹中卡紧。

然后垂直卡在架子上准备灌胶。

（可以用1%琼脂糖在垂直电泳槽的左.右和下部封边，五分钟后重复一次，这样可以保证基本不漏胶。

少用）

2.按前面方法配分离胶（根据蛋白分子量选择分离胶的浓度），加入TEMED后立即摇匀即可灌胶。

灌胶时，可用10ml枪吸取5ml胶沿玻璃放出，待胶面升到绿带中间线高度时即可。

然后胶上加一层水或甲醇，液封后的胶凝的更快。

注意：

灌胶时开始可快一些，胶面快到所需高度时要放慢速度。

操作时胶一定要沿玻璃板流下，这样胶中才不会有气泡。

加水液封时要慢，否则胶会被冲变型。

3.当水和胶之间有一条折射线时，说明胶已凝了。

再等3min使胶充分凝固就可倒去胶上层水并用吸水纸将水吸干。

4.按前面方法配浓缩胶,加入TEMED后立即摇匀即可灌胶。

将剩余空间灌满浓缩胶然后将梳子插入浓缩胶中。

灌胶时也要使胶沿玻璃板流下以免胶中有气泡产生。

插梳子时要使梳子保持水平。

（由于胶凝固时体积会收缩减小，从而使加样孔的上样体积减小，所以在浓缩胶凝固的过程中要经常在两边补胶。

少用）待到浓缩胶凝固后，两手分别捏住梳子的两边竖直向上轻轻将其拔出。

5.用水冲洗一下浓缩胶，将其放入电泳槽中。

（可提前配胶备用，没有立即使用的胶配好后放在电泳液或双蒸水中，放4℃冰箱保存）

6.测完蛋白含量后，计算含20-50μl蛋白（注意：

根据自己的实验需要进行选择，没有固定的量）的溶液体积即为上样量。

上样前要将样品于沸水中煮5-10min使蛋白变性。

（上样总体积一般不超过15μl，加样孔的最大限度可加20μ样品，其实大一点的垂直电泳槽每孔最大上样量可以达到40μl，胶做得很好的话50μ也是问题不大的）一般实验中，BCA测完蛋白浓度后，即将蛋白吸取到心得EP管中，加入5XSDS上样缓冲液稀释至1X后进行保存蛋白（如吸取蛋白80ul加入20ul的5XSDS）。

也可加入SDS后将蛋白煮沸5-10min变性后再放入冰箱保存，防止降解。

下次使用时再煮沸3min左右。

（可以使用PCR仪进行变性，加快速度，这样就不用将水煮沸了，同时在水中煮蛋白样品有下面弊端：

1.EP管容易炸开，样品丢失。

2.容易进水，使样品体积增加，超过电泳最大上样量。

）

7.加足够的电泳液后开始准备上样。

（电泳液至少要漫过内测的小玻璃板。

）用微量进样器贴壁吸取样品，将样品吸出不要吸进气泡。

将加样器针头插至加样孔中缓慢加入样品。

（选取一个孔加入5ul蛋白marker：

蛋白marker的作用主要是用来指示蛋白条带所对应的分子量大小，还有表示转移成功或者蛋白在凝胶上的电泳程度）

注：

加样太快可使样品冲出加样孔，若有气泡也可能使样品溢出。

加入下一个样品时，进样器需在外槽电泳缓冲液中洗涤数次，以免交叉污染

（三）电泳

1.电泳时间一般1-2h，电压一般90-120V.⑭电泳上槽接负极，下槽接正极，打开直流稳压电源，（浓缩胶时电压适当低些，跑的比较慢，可以调为90V.到分离胶以后用120V跑，速度可以快点）

2.电泳至溴酚兰刚跑出即可终止电泳，进行转膜。

WB—转膜

一、原理：

电场力作用条件下，带电粒子（PAGE胶中的蛋白带负电）会发生定向迁移；蛋白大小如果超过膜孔径（0.22umor0.45um），不会透过膜；WB用的膜具有蛋白吸附作用；

转移缓冲液中都含有适量的甲醇，对于分子量较小的蛋白质，甲醇能促进它们固定在固相纸膜上，但对于大分子量蛋白质，尤其是碱性蛋白质，在转移缓冲液中是不宜加入甲醇的。

因甲醇使凝胶孔径变小，不利于分子量较大的蛋白质从凝胶中转移出。

由于甲醇能将结合在碱性蛋白质上面的SDS解离出来，而使其带正电或呈电中性，蛋白质也就更难从凝胶中转移出。

1.硝酸纤维素膜

硝酸纤维素膜是蛋白印迹最广泛使用的转移介质，对蛋白有很强的结合能力，而且适用于各种显色方法，包括同位素，化学发光（Luminol类）、常规显色、染色和荧光显色；背景低，信噪比高。

NC膜的使用也很简便，比如不需要甲醛预处理，只要在无离子水面浸润排出膜内气泡，再在电泳缓冲液中平衡几分钟就可以了；比如NC膜很容易封闭，也不需要特别严谨的清洗条件。

转移到NC膜上的蛋白在合适的条件下可以稳定保存很长时间，不过要注意的是纯的硝纤膜在比较脆，又容易卷，操作要小心，不适合用于需要多次重复清洗的用途——因为经不起多次“折磨”。

选择硝纤膜时要注意的是选择合适的孔径，通常20KD以上的大分子蛋白用0.45um孔径的膜，小于20KD的话建议选择0.2um的，如果小于7KD的话最好选择0.1um的膜。

另外还要注意选择纯的NC膜——混有含醋酸纤维（CM）的NC膜结合力会有所降低。

由于NC膜上结合的蛋白会因为一些去污剂而被代替，因此在封闭时最好使用较温和的Tween20，而且浓度不要超过0.3%（据说0.05%效果最好）。

一般而言，NC膜越纯，其蛋白结合能力就越高，所以要增加WB的灵敏度和分辨率，提高所使用膜的纯度是个可以考虑的选择。

如果NC膜搀杂一些醋化纤维素——这在前面已经提到，会影响蛋白质结合。

Protran由于是纯NC膜，比较脆，机械耐受力欠佳，需要小心操作，如果担心自己“粗手粗脚”。

2.PVDF膜

与硝酸纤维素膜相比，PVDF膜在蛋白质截留能力，机械强度和化学相容性上都更优越的性能。

市售硝酸纤维素膜的典型结合量是80-100μg/cm2,而PVDF膜结合量是100-200μg/cm2（而结合强度PVDF比硝纤膜强6倍！

）。

但是PVDF膜最大的优点不仅于此：

更好的机械强度和化学耐受性使PVDF膜在各种染色应用和多重免疫检测中成为理想选择；而且单个凝胶的泳道复本可用于多种目的，特别是需要做N端蛋白测序，在相当“严酷”的清洗条件下，当尼龙或者硝纤膜已经降解的情况下PVDF膜依然保持本色，笑傲江湖。

所以PVDF也是要做蛋白测序的唯一选择。

但不适合荧光。

PVDF膜特别注意的是需要100%甲醇预处理（不超过15秒）再用缓冲液平衡才能用，而且适用过程中万一干了也要同样程序再处理。

PVDF膜同样分0.45um和0.2um的，后者孔径小，对小分子蛋白有较好的拦截吸附，背景可能会比前者稍高。

二、注意事项：

1.配制1×转膜缓冲液（现配）。

一般配制成10×转膜缓冲液储存。

需要时配制成1×现用。

2.切滤纸和膜时一定要戴手套，因为手上的蛋白会污染膜，移液含甲醇，实验室要开门以使空气流通。

3.放置顺序为：

（白正极）海绵--滤纸2层—PVDF膜—凝胶--滤纸2层—海绵（黑负级）。

转膜时电极方向注意是膜正胶负（黑-胶-膜）（大小：

凝胶>滤纸>PVDF膜）

4.用镊子捏住NC膜的一边轻轻置于有超纯水的平皿里，要使膜浮于水上，只有下层才与水接触。

这样由于毛细管作用可使整个膜浸湿。

若膜沉入水里，膜与水之间形成一层空气膜，这样会阻止膜吸水；PVDF膜需用甲醇激活（15s）

5.将夹子打开使黑的一面保持水平。

在上面垫一张海绵垫，用玻棒来回擀几遍以擀走里面的气泡。

在垫子上垫三层滤纸，一手固定滤纸一手用玻棒擀去其中的气泡。

（气泡易导致短路）

6.要先将玻璃板撬掉才可剥胶，撬的时候动作要轻，要在两个边上轻轻的反复撬。

撬一会儿玻璃板便开始松动，直到撬去玻板。

7.除去小玻璃板后，将浓缩胶轻轻刮去，要避免把分离胶刮破。

小心剥下分离胶盖于滤纸上，用手调整使其与滤纸对齐，轻轻用玻棒擀去气泡。

将膜盖于胶上，要盖满整个胶（膜盖下后不可再移动）并除气泡。

8.在膜上盖3张滤纸并除去气泡。

最后盖上另一个海绵垫，擀几下就可合起夹子。

整个操作在转移液中进行，要不断的擀去气泡。

9.如果同时做两块胶，转膜结束应在膜上做标记，以便查询相应样本。

10.转膜结束前配制封闭液及1XTBST缓冲液（10X稀释）。

三、步骤：

1）电泳结束前20分钟左右戴上手套开始准备，将转膜夹，切胶板等放在转膜液终浸湿。

2）常用湿转，使用常规1X电转液（现配）。

一般配制成10×转膜缓冲液储存。

需要时配制成1×现用。

3）浸泡NC膜：

将NC膜平铺于去离子水面，靠毛细作用自然吸水后再完全浸入水中10min以排除气泡，随后浸泡入转移液中。

PVDF膜则在甲醇中浸泡（15s）后转入转移液中平衡，使条带不下弯。

将滤纸也浸入转移液中。

（在膜的一角切角做标记）

4）取胶：

将胶卸下，根据所需蛋白分子量保留一定长度的胶，左上切角（做标记），在转移液中稍稍浸泡一下，置于洁净玻璃板上，按顺序铺上膜与每侧一张滤纸。

注意用玻棒逐出气泡，剪去滤纸与膜的过多部分（尤