抗肿瘤药物药效学实验方法及指导原则.docx

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抗肿瘤药物药效学实验方法及指导原则

抗肿瘤药物药效学实验方法及指导原则

抗肿瘤药物药效学实验方法及指导原则

一、基本原则

1.抗肿瘤药物分类

（1）细胞毒类药物（cytotoxicagent）：

包括干扰核酸和蛋白质合成、抑制拓扑异构酶及作用于微管系统的药物等；

（2）生物反应调节剂（biologicalresponsemodifier）；

（3）肿瘤耐药逆转剂（resistancereversalagent）；

（4）肿瘤治疗增敏剂（oncotherapysensitizer）；

（5）肿瘤血管生成抑制剂（tumorangiogenesisinhibitor）；

（6）分化诱导剂（differentiationinducingagent）；

（7）生长因子抑制剂（growthfactorinhibitor）；

（8）反义寡核苷酸（antisenseoligonucleotide）。

2.抗肿瘤药物药效学需研究内容

2.1  包括体外抗肿瘤试验，体内抗肿瘤试验。

2.2  评价药物的抗癌活性时，以体内试验结果为主，同时参考体外试验结果以做出正确的结论。

2.3  I类抗肿瘤新药应进行药物作用机制初步研究。

二、体外抗肿瘤活性试验

1.试验目的

1.1对候选化合物进行初步筛选；

1.2了解候选化合物的抗瘤谱；

1.3为随后进行的体内抗肿瘤试验提供参考，如剂量范围、肿瘤类别等。

2.试验方法

选用10-15株人癌细胞株，根据试验目的选择相应细胞系及适量的细胞接种浓度，按常规细胞培养法进行培养；推荐使用四氮唑盐MTT还原法、XTT还原法、磺酰罗丹明B（SR染色法、或51Cr释放试验、集落形成法等测定药物的抗癌作用。

药物与细胞共培养时间一般为48-72小时，贴壁细胞需先贴壁24小时后再给药。

试验应设阳性及阴性对照组，阳性对照用一定浓度的标准抗肿瘤药，阴性对照为溶媒对照。

3.评价标准

以同一样品不同浓度对肿瘤细胞抑制率作图可得到剂量效应曲线，然后采用Logit法计算半数有效浓度（IC50值或EC50值）。

体外试验至少重复一次。

附注：

评价药物抗癌活性的方法：

1.  MTT还原法

1.1  基本原理：

四氮唑[MTT,3-（4,5-dimethylibiazol-2-yl）-2,5-diphenyl-tetrazoliumbromide]是一种能接受氢原子的染料。

活细胞线粒体中与NADP相关的脱氢酶在细胞内可将黄色的MTT转化成不溶性的蓝紫色的甲[月替]（formazan），而死的细胞则无此功能。

用二甲基亚讽（DMSO）溶解甲[月替]后，在一定波长下用酶标仪测定光密度值，即可定量测出细胞的存活率。

1.2操作步骤:

1.2.1选用对数生长期的贴壁肿瘤细胞，用胰酶消化后，用含10％小牛血清的RPMIl640培养基配成5000个／ml的细胞悬液，接种在96孔培养板中，每孔接种200μl，37℃，5％CO2培养24h。

1.2.2实验组换新的含不同浓度被测样品的培养基，对照组则换含等体积溶剂的培养基，每组设3～5平行孔，37℃，5％CO2培养4～5d。

1.2.3弃去上清液，每孔加入200μl新鲜配制的含0.2mg／mlMTT的无血清培养基．37℃继续培养4h。

小心弃上清，并加入200μlDMSO，用微型超声振荡器混匀后，在酶标仪上以试验波长为570nm，参比波长为450nm测定光密度值。

1.3结果评定:

按下式计算药物对肿瘤细胞生长的抑制率：

肿瘤细胞生长抑制率％＝（1-OD实验/OD对照）×100％

以同一样品的不同浓度对肿瘤细胞生长抑制率作图可得到剂量反应曲线，从中求出样品的半数杀伤浓度IC50。

合成化合物或植物提取纯品的IC50＜10μg／m1或植物粗提物的IC50＜20μg／m1时，则判断样品在体外对肿瘤细胞有杀伤作用。

2.生长曲线法的基本原理：

在最适条件下，肿瘤细胞在培养液中呈指数生长，如取细胞数的对数与培养时间作图可得一条直线，故称此时为对数生长期。

随着细胞密度不断增高，由于代谢产物的积聚及营养物的消耗，细胞生长逐渐减慢以致停止，此时称高坪期或稳定期。

因此药物对细胞生长的影响可通过生长曲线反映出来。

3.染料排斥试验的基本原理：

活细胞有排斥某些染料如伊红、台盼蓝、苯胺黑等的能力，而死细胞由于膜完整性的破坏，可被着色。

因此培养的肿瘤细胞中加入这些染料，一定时间后，对着色和未着色的细胞进行计数，即可算出被杀死的细胞比例。

4.集落形成法的基本原理：

克隆原细胞具有持续增殖能力，当单个细胞分裂6代或6代以上时，其后代所组成的群体（集落）便含50个以上细胞。

通过集落计数可对克隆原细胞作定量分析。

它反映了单个细胞的增殖潜力，故能较灵敏地测定抗癌药的活性，日前被认为是一种较理想的检测方法。

常用的集落形成法可分为贴壁法及半固体培养法两种。

5.SRB法的基本原理：

SRB（sulforhodamine

是一种蛋白质结合染料，粉红色，可溶于水。

SRB可与生物大分子中的碱性氨基酸结合。

其在515nm波长的OD读数与细胞数呈良好的线性关系。

故可用作细胞数的定量。

MTT法的一个缺点是OD值可随放置时间而变，而SRB法无此现象。

因此更适用于进行大规模的试验。

三、体内抗肿瘤试验

体内抗肿瘤试验必须选用三种以上肿瘤模型，其中至少一种为人癌裸小鼠移植模型或其它人癌小鼠模型。

试验结果三种模型均为有效，再重复一次也为有效，评定该化合物对这些实验性肿瘤具有治疗作用。

鼓励使用人类肿瘤裸鼠移植瘤模型和多种类的移植瘤模型、原位接种模型和中空纤维测定（hollow-fiberassay）等方法。

1.动物

例稀释后接种于动物腹腔，接种细胞数量一般为（1-5）×106。

3.1.3原位接种模型

原位接种是指将来源于某脏器的肿瘤接种在动物的某脏器，如将人肝癌接种在裸小鼠的肝脏。

原位接种不是常规的方法，但有其优越性，是鼓励使用的方法。

主要有肺、肝、胃、肠、乳腺、颅内等原位接种方法。

3.2动物分组

3.2.1试验设阴性对照组、阳性对照组、治疗组。

3.2.2治疗组设高、中、低三个剂量组。

小鼠肿瘤和腹水瘤接种后次日将动物随机分组，裸鼠移植瘤用游标卡尺测量移植瘤直径，待肿瘤生长至100—300mm3后将动物随机分组。

3.2.3  动物数普通小鼠每组10只，裸鼠6只。

阴性对照组动物数为治疗组动物数×实验组数1/2

3.3剂量设置

3.3.1治疗组设高、中、低剂量治疗组，一般按4:

2:

1设置，高剂量使用最大耐受量或LD10的剂量。

3.3.2  阴性对照组给予相应的溶剂；

3.3.3  阳性对照药选用对该动物敏感的、临床应用的抗肿瘤药物，

3.3.4  如受试物为一抗癌药物的衍生物或类似物时，必须选用该抗癌药物作为阳性对照药。

3.4阳性对照药选择原则

疗效确切；与被试物质化学结构类似；与被试物质有类似的作用机理。

3.5药物配制

溶于水的药物，用生理盐水或蒸馏水配制；如用酸、碱溶解者，可先用小量酸（0.1-0.5NHCl）或碱（NaHCO3、Na2CO3、NaOH）溶解，调节pH在4.5-9.0的范围内。

用乙醇、丙二醇、吐温80、DMSO助溶的药物，或用吐温60、吐温80、2-3%淀粉、0.5%羧甲基纤维素制成混悬液的药物，可腹腔注射或口服，但必须设相同浓度的溶剂对照组。

用注射用花生油配制的溶液或乳剂可口服、皮下或肌肉注射。

3.6给药方案和给药途径

分组当日开始给药，根据不同药物的代谢动力学和毒性反应等确定给药方案。

给药途径应与推荐临床用药的途径相同。

给药次数较多，或被试物质溶解性较差，静脉给药有困难时，可考虑使用腹腔给药，但在评价药效时要注意这两种给药途径是有差别的。

可采取瘤周、瘤内、肌肉、皮下给药途径。

腹水瘤试验时一般不能应用腹腔给药途径。

4评价标准

4.1腹水瘤模型

接种给药后，观察和记录动物死亡时间，计算生存天数。

如阴性对照组20%动物存活时间超过4周，表明腹水瘤生长不良，实验作废。

采用中位生存时间（即mediansurvivaltime,MST）来评价每组的生存时间，其计算公式为：

每组鼠数的中间数-中间生存天数前死亡的鼠数

MST=（中间生存天数-0.5）+中间生存天数死亡的鼠数

治疗组与对照组的比较，采用T/C（%）来表示，计算公式为：

  TMST

T/C%=────×100%

CMST

TMST：

治疗组MST；CMST：

阴性对照组MST。

评价标准以125%为界，当T/C%≥125%时。

视为有效，反之则无效。

4.2裸鼠移植瘤模型

推荐使用测量瘤径的方法，动态观察受试物抗肿瘤的效应。

肿瘤直径的测量次数根据移植瘤的生长情况而定，一般为每周2-3次,每次测量同时还需称鼠重。

肿瘤体积（tumorvolume,TV）的计算公式为：

V=1/2×a×b2或π/6×a×b×c

其中a、b、c分别表示长宽高。

两公式的相关性极好，可采用任一公式。

根据测量结果计算出相对肿瘤体积（relativetumorvolume，RTV），RTV=Vt/V0。

其中V0为分笼给药时（即d0）测量所得肿瘤体积，Vt为每一次测量时的肿瘤体积。

抗肿瘤活性评价指标为相对肿瘤增殖率T/C（%） 

   TRTV

T/C%=────×100%

CRTV

TRTV：

治疗组RTV；CRTV：

阴性对照组RTV。

疗效评价标准：

T/C%>60%为无效；T/C%≤60%，并经统计学处理P<0.05为有效。

4.3小鼠肿瘤模型

生长较慢小鼠肿瘤采用与裸鼠移植瘤同样的测量瘤径的评价方法。

生长较快小鼠肿瘤可采用称瘤重的方法评价。

试验结束后处死动物，称体重，解剖剥离瘤块，称瘤重。

阴性对照组肿瘤平均瘤重小于1克，或20%肿瘤重量小于400毫克，表示肿瘤生长不良，试验作废。

疗效评价公式：

给药组平均瘤重-阴性对照组平均瘤重

肿瘤生长抑制率=─────────────────×100%

阴性对照组平均瘤重

评价标准：

肿瘤生长抑制率<40%为无效；肿瘤生长抑制率≥40%，并经统计学处理P<0.05为有效。

4.4原位接种模型

不同原位接种模型可采用不同评价方法，主要有瘤重和生存时间评价法。

如肝原位接种可用瘤重评价，颅内接种可用生存时间评价。

评价方法、标准和注意事项同腹水瘤模型和小鼠肿瘤模型。

四、抗肿瘤药物的特殊要求

I类抗肿瘤新药应进行药物作用机制的初步研究。

非细胞毒类药物除完成体内外抗肿瘤试验，还应进行特定抗肿瘤作用研究。

1.生物反应调节剂

药效学包括：

体内抗癌试验和免疫功能研究。

1.1  体内抗癌试验注意点：

模型：

裸鼠是免疫缺陷动物，一般应用正常免疫鼠肿瘤模型。

给药时间：

可按常规给药，也可在接种前预先给药，接种后继续给药或停药。

105个瘤细胞/小鼠。

⨯肿瘤细胞接种量：

可比细胞毒类药物低一个数量级，一般为（1-5）

给药方法：

可单独给药，也可与其它抗肿瘤药物合并使用，观察增效或减毒作用。

1.2  免疫功能试验方法

具有抑瘤作用的生物反应调节剂，还需作免疫功能测定,以明确其抑瘤作用是否与免疫功能调控有关。

免疫功能测定包括细胞免疫和体液免疫两方面。

免疫功能测定有：

（1）  巨噬细胞功能测定

（2）  天然杀伤细胞（naturalkillcell）测定

（3）  淋巴细胞转化试验

（4）  淋巴因子活化的杀伤细胞测定（lymphocyte-activatedkillercell）

（5）  各种细胞因子测定，如IL-2、IL-6、IL-12、IFN-γ、TNF-α等。

（6）  迟发型超敏反应检测

2.肿瘤耐药逆转剂

2.1  体外抗耐药活性试验

选择2-3对肿瘤耐药/敏感细胞株，采用MTT法或SRB法测定细胞毒性。

一般在无毒剂量或相当于IC10的剂量下设三个剂量，并设立相应的阳性和阴性对照组。

评价逆转效果用逆转倍数（foldreversal,FR）表示：

FR=IC50（不加逆转剂）/IC50（加逆转剂）。

注意的方面：

耐药株的耐药性：

耐药株因传代，尤其是撤药后耐药性可改变或消失；试验前必须对试验耐药株进行耐药倍数（FR）测定，确保试验的可靠性。

若非逆转多药耐药（MDR）而是逆转单药耐药，则实验的瘤株中需有针对该药的耐药细胞株。

阳性对照药建议采用

维拉帕米（verapamil）10μM

环孢菌素A（cyclosporinA）3μM。

2.2  体内抗肿瘤耐药活性试验

小鼠敏感和对应的耐药肿瘤和人癌裸鼠敏感和对应的耐药移植瘤。

2.3耐药基因及其表达产物测定

可测定肿瘤细胞内的药物浓度变化和耐药基因及其表达产物，初步明确其逆转耐药机制。

包括多药耐药基因及其编码蛋白（multidrugresistancegene/p-glycoprotein,Mdr1/Pgp）、多药耐药相关蛋白（multidrugresistance-relatedprotein,MRP）、肺耐药相关蛋白（lungresistance-relatedprotein,LRP）、其它与耐药相关的基因/蛋白及酶等。

3.抗肿瘤转移药物

肿瘤是否转移不仅依赖于肿瘤细胞本身具有的内在转移潜能，而且也取决于机体抗转移因素的消长。

所以，抗转移药物只有在动物体内模型上才能得出符合实际的结果。

3.1体外试验

测定候选化合物作用下肿瘤细胞对基底膜的侵袭、粘附和肿瘤细胞趋化性运动的能力。

3.2体内试验

3.2.1模型：

小鼠B16黑色素瘤、小鼠Lewis肺癌等和人癌裸鼠移植高转移瘤模型。

3.2.2接种方法：

常用静脉注射方法，也可用皮下接种等方法。

3.2.3评价指标

接种给药后，观察记录动物死亡时间，计算生存天数。

试验结束后，称动物体重、肺重、移植瘤重，解剖显微镜下计数肺转移瘤灶、测瘤径（计算肺转移瘤体积）和病理组织学切片观察等；

计算转移率

转移抑制率=1-（治疗组转移率/对照组转移率）×100%。

4.肿瘤血管生成抑制剂

4.1体外试验

体外试验模型有:

（1）人血管内皮细胞模型：

人脐静脉血管内皮细胞和人微血管（肺、皮肤等）内皮细胞。

（2）血管形成促进因子等刺激细胞DNA合成、增殖、迁移、血管形成（tubeformation）来观察药物的抗血管形成作用。

如血管内皮生长因子（vascularendothelialgrowthfactor,VEGF）或碱性成纤维细胞生长因子（basicfibroblastgrowthfactor,bFGF）

（3）肿瘤细胞模型：

主要应用国内已建立的人实体癌细胞系，确定VEGF、FGF等高分泌的细胞株。

检测细胞增殖、转移能力及血管形成因子的基因表达状况来评价药物。

4.2体内试验

4.2.1血管抑制试验

经典的血管形成评价方法有：

鸡绒毛膜尿囊和卵黄膜囊（CAM）、啮齿动物虹膜和角膜等。

也可用如皮下移植塑料或多孔的polytetrafluoroethylene管、皮下移植无菌的海绵；一些自然的或化学修饰的物质如Matrigel和纤维凝胶等用于体内模型。

4.2.2  抗肿瘤试验

通过观察新生血管生成抑制剂的体内抗肿瘤效应检测移植瘤的血管密度、血管生成因子和抑制因子的分泌和表达，以及肿瘤的转移情况等综合评价肿瘤血管生成抑制剂的作用和作用机制。

5.分化诱导剂

分化诱导剂的药效学研究包括体外和体内研究模型；目前的药物主要能对急性白血病进行有效的分化治疗。

阳性对照药选用维甲酸类（retinoid）化合物。

5.1  体外试验

5.1.1  白血病的分化诱导

常用的细胞株有人急性早幼粒白血病细胞株HL-60、NB4细胞、人红白血病K562细胞等。

可选择以下试验方法研究并判断结果：

（1）四唑氮蓝（NBT）还原试验：

对照组细胞的还原能力≤10%，候选化合物的还原能力>50%

（2）细胞形态学观察：

可在光学显微镜与电镜下观察候选化合物作用后细胞的形态学变化，对照组的早幼粒细胞应>90%-95%，候选化合物组细胞分化，成熟粒细胞占比例越高，说明该化合物的分化效果越好。

5.1.2  实体瘤细胞的分化诱导

常用细胞株：

人肝癌HepG2、SMMC7721

试验方法及评价标准：

主要测定细胞的甲胎蛋白（AFP）、白蛋白含量，γ-谷氨酸转移酶（γ-GT）、酪氨酸转氨酶（TAT）活性及观察细胞形态。

分化细胞AFP含量、TAT和γ-GT活性明显降低，白蛋白含量增加，细胞胞质增加、核缩小。

5.2  体内试验

常用人癌细胞小鼠肾囊膜下移植试验、小鼠髓单核细胞白血病试验和人癌细胞裸小鼠移植瘤模型等。

可选两种模型，根据肿瘤鼠生存时间、肿瘤的体积及形态变化，观察分化诱导效果。

重复试验一次。

6.肿瘤治疗增敏剂

增敏剂主要是指放射治疗增敏剂，能增加临床上恶性肿瘤放射治疗或其它治疗的疗效及降低治疗后的复发率。

6.1体外试验

分别选择对放射、化疗药物具有中、低度敏感的人肿瘤细胞株，采用MTT、SRB或细胞集落形成方法进行化合物的细胞毒性试验，以IC50值作为评价指标。

6.2体内试验

选用对射线及化疗药物敏感性较小的三种实体瘤模型进行试验，其中至少有一种人癌裸鼠移植瘤模型。

由强致癌物或病毒等因素诱发的肿瘤，或者不是在同一品系动物身上移植传代的肿瘤往往会出现免疫反应，因此都不能用于肿瘤治疗增敏剂研究。

疗效评价可参照体内抗肿瘤试验。