实验动物采血指南.docx
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实验动物采血指南
实验动物采血指南
采血方法的选择,决定于实验的目的所需血量以及动物种类。
凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定,血液涂片以及酶活性微量分析法等,可刺破组织取毛细血管的血。
当需血量较多时可作静脉采血。
静脉采血时,若需反复多次,应自远离心脏端开始,以免发生栓塞而影响整条静脉。
例如,研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱,需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度,必须采取动脉血液。
采血时要注意:
⑴采血场所有充足的光线;室温夏季最好保持在25-28℃,冬季,15-20℃为宜;⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒;⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥;⑷若需抗凝全血,在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.
不同动物采血部位与采血量的关系
采血量
采血部位
动物品种
动物品种
最大安全采血量(ml)
最小致死采血量(ml)
小鼠
0.2
0.3
大鼠
1
2
豚鼠
5
10
兔
10
40
狼狗
100
500
猎狗
50
200
猴
15
60
取少量血
尾静脉
耳静脉
眼底静脉丛
舌下静脉
腹壁静脉
冠、脚蹼皮下静脉
大鼠、小鼠
兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊
兔、大鼠、小鼠
兔
青蛙、蟾蜍
鸡、鸭、鹅
取中量血
后肢外侧皮下小隐静脉
前肢内侧皮下头静脉
耳中央动脉
颈静脉
心脏
断头
翼下静脉
颈动脉
狗、猴、猫
狗、猴、猫
兔
狗、猫、兔
豚鼠、大鼠、小鼠
大鼠、小鼠
鸡、鸭、鸽、鹅
鸡、鸭、鸽、鹅
取大量血
股动脉、颈动脉
心脏
颈静脉
摘眼球
狗、猴、猫、兔
狗、猴、猫、兔
马、牛、山羊、绵羊
大鼠、小鼠
(一)小鼠、大鼠采血法
1.割(剪)尾采血 当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒,然后浸在45℃左右的温水中数分钟,使尾部血管充盈。
再将尾擦干,用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm,让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取,采血结束,伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口,割破尾动脉或静脉,收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml,大鼠0.3~0.5ml。
2.鼠尾刺血法 大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查),可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭,再用酒精消毒和擦拭,使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头,刺入鼠尾静脉,拔出针头时即有血滴出,一次可采集10~50mm3。
如果长期反复取血,应先靠近鼠尾末端穿刺,以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血 采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套),应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧,使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3~4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm),使采血器与鼠面成45℃的夹角,由眼内角刺入,针头斜面先向眼球,刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度,小鼠约2~3mm,大鼠约4~5mm。
当感到有阻力时即停止推进,同时,将针退出约0.1-0.5mm,边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中,当得到所需的血量后,即除去加于颈部的压力,同时,将采血器拔出,以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练,用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml,可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血 采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤,并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈,约1/2-4/5的颈部前剪断,让血自由滴入盛器。
小鼠可采用约0.8~1.2ml;大鼠约5-10ml。
5.心脏采血 鼠类的心脏较小,且心率较快,心脏采血比较困难,故少用。
活体采血方法与豚鼠相同。
若做开胸一次死亡采血,先将动物作深麻醉,打开胸腔,暴露心脏,用针头刺入右心室,吸取血液。
小鼠约0.5-0.6ml;大鼠约0.8-1.2ml。
6.颈动静脉采血 先将动物仰位固定,切开颈部皮肤,分离皮下结缔组织,使颈静脉充分暴露,可用注射器吸出血液。
在气管两侧分离出颈动脉,离心端结扎,向心端剪口将血滴入试管内。
7.腹主动脉采血 最好先将动物麻醉,仰卧固定在手术架上,从腹正中线皮肤切开腹腔,使腹主动脉清楚暴露。
用注射器吸出血液,防止溶血。
或用无齿镊子剥离结缔组织,夹住动脉近心端,用尖头手术剪刀,剪断动脉,使血液喷入盛器。
8.股动(静)脉采血 先由助手握住动物,采血者左手拉直动物下肢,使静脉充盈。
或者以搏动为指标,右手用注射器刺入血管。
体重15-20g小鼠采血约0.2-0.8ml,大鼠约0.4-0.6ml。
(二)豚鼠采血法
1.耳缘剪口采血将耳消毒后,用锐器(刀或刀片)割破耳缘,在切口边缘涂抹20%柠檬酸钠溶液,阻止血凝,则血可自切口自动流出,进入盛器。
操作时,使耳充血效果较好。
此法能采血0.5ml左右。
2.心脏采血 取血前应探明心脏搏动最强部位,通常在胸骨左缘的正中,选心跳最显的部位作穿刺。
针头宜稍细长些,以免发生手术后穿刺孔出血,其操作手法详见兔心脏采血。
因豚鼠身体较小,一般可不必将动物固定在解剖台上,而可由助手握住前后肢进行采血即可。
成年豚鼠每周采血应不超过10ml为宜。
3.肌动脉采血 将动脉仰位固定在手术台上,剪去腹股沟区的毛,麻醉后,局部用碘酒消毒。
切开长约2-3cm的皮肤,使股动脉暴露及分离。
然后,用镊子提起股动脉,远端结扎,近端用止血钳夹住,在动脉中央剪一小孔,用无菌玻璃小导管或聚乙烯、聚四氟乙烯管插入,放开止血钳,血液即导管口流出。
一次可采血10-20ml。
4.背中足静脉取血 助手固定动物,将其右或左右膝关节伸直提到术者面前。
术者将动物脚背面用酒精消毒,找出背中足静脉后,以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端,右手拿的注射针刺入静脉。
拔针后立即出血,呈半球状隆起。
采血后,用纱布或脱脂棉压迫止血。
反复采血时,两后肢交替使用。
(三)兔采血法
1.耳静脉采血 本法为最常用的取血法之一,常作多次反复取血用,因此,保护耳缘静脉,防止发生栓塞特别重要。
将兔放入仅露出头部及两耳的固定盒中,或由助手以手扶住。
选耳静脉清晰的耳朵,将耳静脉部位的毛拔去,用75%酒精局部消毒,待干。
用手指轻轻摩擦兔耳,使静脉扩张,用连有5(1/2)号针头的注射器在耳缘静脉末端刺破血管待血液漏出取血或将针头逆血流方向刺入耳缘静脉取血,取血完毕用棉球压迫止血,此种采血法一次最多可采血5-10ml。
2.耳中央动脉采血 将兔置于兔固定筒内,在兔耳的中央有一条较粗、颜色较鲜红的中央动脉,用左手固定兔耳,右手取注射器,在中央动脉的末端,沿着动脉平行地向心方向刺入动脉,即可见动脉血进入针筒,取血完毕后注意止血。
此法一次抽血可达15ml。
但抽血时应注意,由于兔耳中央动脉容易发生痉挛性收缩,因此抽血前,必须先让兔耳充分充血,当动脉扩张,未发生痉挛性收缩之前立即进行抽血,如果等待时间过长,动脉经常会发生较长时间的痉挛性收缩。
取血用的针头一般用6号针头,不要太细。
针刺部位从中央动脉末端开始。
不要在近耳根部取血,因耳根部软组织厚,血管位置略深,易刺透血管造成皮下出血。
3.心脏取血 将家兔仰卧固定,在第三肋间胸骨左缘3毫米处注射针垂直刺入心脏,血液随即进入针管。
注意事项有:
⑴动作宜迅速,以缩短在心脏内的留针时间和防止血液凝固;⑵如针头已进入心脏但抽不出血时,应将针头稍微后退一点。
⑶在胸腔内针头不应左右摆动以防止伤及心,肺、一次可取血20-25ml。
4.后肢胫部皮下静脉取血 将兔仰卧固定于兔固定板上,或由一人将兔固定好。
拔去胫部被毛,在胫部上端股部扎以橡皮管,则在胫部外侧浅表皮下,可清楚见到皮下静脉。
用左手两指固定好静脉,右手取带有5(1/2)号针头的注射器内皮下静脉平行方向刺入血管,抽一下针栓,如血进入注射器,表示针头已刺入血管,即可取血。
一次可取2~5ml。
取完后必须用棉球压迫取血部位止血,时间要略长些,因此处不易止血。
如止血不妥,可造成皮下血肿,影响连续多次取血。
5.股静脉、颈静脉取血 先作股静脉和颈静脉暴露分离手术
⑴股静脉取血 注射器平行于血管,从股静脉下端向心方向刺入,徐徐抽动针栓即可取血。
抽血完毕后要注意止血。
股静脉较易止血,用于纱布轻压取血部位即可。
若连续多次取血,取血部位宜尽量选择靠离心端。
⑵外颈静脉取血 注射器由近心端(距颈静脉分支2-3厘米处)向头侧端顺血管平等方向刺入,使注射针一直引深至颈静脉分支叉处,即可取血。
此处血管较粗,很容易取血,取血量也较多,一次可取10ml以上。
取血完毕,拔出针头,用干纱布轻轻压迫取血部位也易止血。
兔急性实验的静脉取血,用此法较方便。
(四)狗、猫采血法
1.后肢外侧小隐静脉和前肢内侧下头静脉采血 此法最常用,且方便。
后肢外侧小隐静脉在后肢胫部下1/3的外侧浅表的皮下,由前侧方向后行走。
抽血前,将狗固定在狗架上或使狗侧卧,由助手将狗固定好。
将抽血部位的毛剪去,碘酒一酒精消毒皮肤。
采血者左手拇指和食指握紧剪毛区上部,使下肢静脉充盈,右手用连有6号或7号针头的消毒器迅速穿刺入静脉,左手放松将针固定,以适当速度抽血(以无气泡为宜)。
或将胶皮带绑在狗股部,或由助手握紧股部,即可,若仅需少量血液,可以不用注射器抽取,只需用针头直接刺入静脉,待血从针孔自然滴出,放入盛器或作涂片。
采集前肢内侧皮下的头静脉血时,操作方法基本与上述相同。
一只狗一般采10-20ml血并不困难。
2.股动脉采血 本法为采取狗动脉血最常用的方法。
操作也较简便。
稍加以训练的狗,在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。
伸展后肢向外伸直,暴露腹肥肉沟三角动脉搏动的部位,剪去毛。
用碘酒消毒。
左手中指、食指探摸股动脉跳动部位,并固定好血管,右手取连有5(1/2)号针头的注射器,针头由动脉跳动处直接刺入血管,若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器,有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头,方见鲜血流入。
有时,往往刺入静脉,必须重抽之。
待抽血完毕,迅速拔出针头,用干药棉压迫止血2~3分钟。
3.心脏采血 本法最好在麻醉下进行,驯服的狗不麻醉也行。
将固定在手术台上,前肢向背侧方向固定,暴露胸部,将左侧第3-5肋间的被毛剪去,用碘酒-酒精消毒皮肤。
采血者用左手触摸左侧3-5肋间处,选择心跳最显处穿刺。
一般选择胸骨左缘外1cm第4肋间处。
取连有6(1/2)号针头的注射器,由上述部位进针,并向动物背侧方向垂直刺入心脏。
采血者可随针接触心跳的感觉,随时调整刺入方向和浓度,摆动的角度尽量小,避免损伤心肌过重,或造成胸腔大出血。
当针头正确刺入心脏时,血即可进入抽射器,可抽取多量血液。
4.耳缘静脉采血 本法宜取少量血液作血常规或微量酶活力检查等。
有训练的狗不必绑嘴,剪去耳尖部短毛,即可见耳缘静脉,手法基本与兔相同。
5.颈静脉 狗不需麻醉,经训练的狗不需固定,未经训练的狗应予固定。
取侧卧位,剪去颈部被毛约10×3cm2范围,用碘酒、酒精消毒皮肤。
将狗颈部拉直,头尽量后抑。
用左手拇指压住颈静脉入胸部位的皮肤。
使颈静脉怒张,右手取连有6(1/2)号针头的注射器。
针头沿血管平行方向向心端刺往前血管。
由于此静脉在皮下易滑动,针刺时除用左手固定好血管外,刺入要准确。
取血后注意压迫止血。
采用此法一次可取较多量的血。
猫的采血法基本与狗相同。
常采用前肢皮下头静脉、后肢的股静脉、耳缘静脉取血。
需大量血液时可从颈静脉取血。
方法见前述。
(五)猴采血法
与人类的采血法相似,常用者有以下几种:
1.毛细血管采血 需血量少时,可在猴拇指或足跟等处采血。
采血方法与人的手指或耳垂处的采血法相同。
2.静脉采血 最宜部位是后肢皮下静脉及外颈静脉。
后肢皮下静脉的取血法与狗相似。
用外颈静脉采血时,把猴固定在猴台上,侧卧,头部略低于台面,助手固定猴的头部与肩部。
先剪去颈部的毛,用碘酒-酒精消毒,即可见位于上颌角与锁骨中点之间的怒张的外颈静脉。
用左手拇指按住静脉,右手持连6(1/2)号针头的注射器,其它操作与人的静脉取血同。
也可在肘窝、腕骨、手背及足背选静脉采血。
但这些静脉更细、易滑动、穿刺难,血流出速度慢。
3.动脉采血 股动脉可触及。
取血量多时常被优先选用,手法与狗股动脉采血相似。
此外,肱动脉与桡动脉也可用。
实验动物分组和标记编号方法
一、分组
(一)分组原则
实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行,使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去,尽量避免人为因素对实验造成的影响。
(二)建立对照组
实验动物分组时应特别注意建立对照组。
对照组可分自身对照组和平行对照组。
1.自身对照组
自身对照是把实验动物本身在动物实验前、后两阶段的各项相关数据,分别作为对照组和实验组的结果并进行统计学处理。
2.平行对照组
平行对照组分正对照组和负对照组(空白对照组)两种。
正对照组是对实验动物实施与实验动物相同但排除了所要观察的目的因子(如治疗手段或药物)的处理,负对照组则不作任何处理,这种方法就是平行对照组。
例如要观察某种药物的药效,对实验组动物采用肌肉注射的给药方法;正对照组动物同样进行肌肉注射,但注射的不是药物而是同等剂量的生理盐水,以便排除肌肉注射生理盐水可能产生的影响;负对照组动物则不进行肌肉注射,并与实验组动物和正对照组动物在相同的环境和条件下饲养,作为空白对照。
二、标记编号
对随机分组后的实验动物进行标记编号,是动物实验准备工作中相当重要的一项工作。
标记编号方法应保证编号不对动物生理或实验反应产生影响,且号码清楚、易认、耐久和适用。
目前常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等标记编号方式。
此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号法等。
(一)染色法
染色法是用化学药品在实验动物身体明显的部位,如被毛、四肢等处进行涂染,以染色部位、颜色不同来标记区分实验动物,是最常用、最易掌握的经济犯罪分子方法。
1.常用染色剂
(1)3%~5%苦味酸溶液,可染成黄色。
(2)0.5%中性红或品红溶液,可染成红色。
(3)2%硝酸银溶液,可染成咖啡色(涂染后在可见光下暴露十分钟)。
(4)煤焦油酒精溶液,可染成黑色。
2.染色方法
染色法适用于被毛白色的实验动物如大白鼠、小白鼠等。
(1)单色涂染法(如图11-1所示)
单色涂染法是用单一颜色的染色剂涂染实验动物不同部位的方法。
常规的涂染顺序是从左到右、从上到下。
左前肢为1号、左侧腹部2号、左后肢3号、头部4号、背部5号、尾根部6号、右前肢为7、右侧腹部8号、右后肢9号、不作染色标记为10号。
此法简单、易认,在每组实验动物不超过10只的情况下适用。
(2)色涂染法(如图11-1所示)
双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的方法。
例如用苦味酸(黄色)染色标记作为个位数,用品红(红色)染色标记作为十位数。
个位数的染色标记方法同单色涂染法;十位数的染色标记方法参照单色涂染法,即左前肢为10号、左侧腹部20号、左后肢30号、头部40号、背部50号、尾根部60号、右前肢70号、右侧腹部80号、右后肢90号,第100号不作染色标记。
比如标记第12号实验动物,在其左前肢涂染品红(红色),在其左侧腹部涂上苦味酸(黄色)即可(如图11-1所示)。
双色法色法可标记100位以内的号码。
(3)直接标号法
直接标号法是使用染色剂直接在实验动物被毛、肢体上编写号码的方法。
实验动物太小或号码位数太多时,不宜采用此方法。
染色法虽然简单方便,不会给实验动物造成损伤和痛苦,但是长时间实验会使涂染剂自行褪色,或由于实验动物互相嬉闹、舔毛、摩擦、换毛、粪尿和饮水浸湿被毛等原因,易造成染色标记模糊不清,因而染色法对慢性实验不适用。
如果所做慢性实验只能采用此种染色方法,则应注意不断地补充和加深染色。
另外,常用染色剂的毒性对实验动物的影响也是需要注意的一个问题。
(二)孔法
耳孔法是用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号,根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少,来区分实验动物的方法(如图11-2所示)。
用打孔机在耳朵打孔后,必须用消毒过的滑石粉抹在打孔局部,以免伤口愈合过程中将耳孔闭合。
耳孔法可标记三位数之内的号码。
另一种耳孔法是用剪刀在实验动物的耳郭上剪缺口的方法,作为区分实验动物的标记。
(三)烙印法
烙印法是直接把标记编号烙印在实验动物身体上的方法,尤如盖印章一样。
烙印方法有两种,对犬等大动物,可将标记号码烙印在其皮肤上(如耳、面、鼻、四肢等部位),对家兔、豚鼠等动物,可用数字号码钳在其耳朵上刺上号码;烙印完成后,伤口涂抹酒精黑墨等颜料,即可清楚读出号码。
烙印法对实验成绩动物会造成轻微损伤,操作时宜轻巧、敏捷,必要时麻醉,以减少痛苦。
(四)挂牌法
挂牌法是将编好的号码烙印在金属牌上,挂在实验动物颈部、耳部、肢体或笼具上,用来区别实验动物的一种方法。
金属牌应选用不生锈、刺激小的金属材料,制成轻巧、美观的小牌子。
实验人员可根据实验动物品种、实验类型及实验方式,选择合适的标记编号方法。
一般来说,大、小鼠多采用染色法,家兔宜使用耳孔法,犬、猴、猫较适合挂牌法,犬还可用烙印法。
动物实验基本技术
第一节实验动物的抓取和固定
在进行实验时,为了不损伤动物的健康,不影响观察指标,并防止被动物咬伤,首先要限制动物的活动,使动物处于安静状态,工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。
抓取动物前,必须对各种动物的一般习性有所了解。
操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴,不能恐吓动物,同时,要爱惜动物,使动物少受痛苦。
一、小鼠
小鼠性情较温顺,一般不会咬人,比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上,在小鼠向前挣扎爬行时,用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤,将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部,即可将小鼠完全固定。
在一些特殊的实验中,如进行尾静脉注射时,可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
二、大鼠
大鼠的门齿很长,在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它,取用时应轻轻抓住其尾巴后提起,置于实验台上,用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内,这样即可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃等操作时,实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴),右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉,但要避免抓其尖端,以防尾巴尖端皮肤脱落,左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤,并将大鼠固定在左手中,右手即可进行操作。
三、家兔
家兔比较驯服,不会咬人,但脚爪较尖,应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。
常用的抓取方法是先轻轻打开笼门,勿使其受惊,随后手伸入笼内,从头前阻拦它跑动。
然后一只手抓住兔的颈部皮毛,将兔提起,用另一只手托其臀,或用手抓住背部皮肤提起来,放在实验台上,即可进行采血、注射等操作。
因家兔耳大,故人们常误认为抓其耳可以提起,或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。
在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用,所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。
家兔的固定方法有盒式固定和台式固定。
盒式固定适用于采血和耳部血管注射,台式固定适用于测量血压、呼吸和进行手术操作等。
四、豚鼠
豚鼠胆小易惊,抓取时必须稳、准、迅速。
先用手掌扣住鼠背,抓住其肩胛上方,将手张开,用手指环握颈部,另一只手托住其臀部,即可轻轻提起、固定。
五、蟾蜍
抓取蟾蜍时,可先在蟾蜍体部包一层湿布,用左手将其背部贴紧手掌固定,把后肢拉直,并用左手的中指、无名指及小指夹住,前肢可用拇指及食指压住,右手即可进行实验操作。
抓取蟾蜍时不要挤压两侧耳部突起的毒腺,以免蟾蜍将毒液射到使用者眼睛里。
需要长时间固定时,可将蟾蜍麻醉或毁脑脊髓后,用大头针钉在蛙板上。
六、狗
用狗做实验时,为防止其咬伤操作人员,一般先将狗嘴绑住。
对实验用狗,如毕格狗或驯服的狗,绑嘴时操作人员可从其侧面*近并轻轻抚摸颈部皮毛,然后迅速用布带绑住狗嘴;对家养的笨狗或未经驯服的狗,先用长柄捕狗狗夹夹住狗的颈部,将狗按倒在地,再绑嘴。
如果实验需要麻醉,可先使动物麻醉后再移去狗夹。
当狗麻醉后,要松开绑嘴布带,以免影响呼吸。
第二节实验动物的编号和分组
一、编号
实验动物常需要标记以示区别。
编号的方法很多,根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。
(一)挂牌法:
将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上,将此颈圈固定在动物颈部。
该法适用于狗等大型动物。
(二)打号法:
用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。
打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵,用耳号钳刺上号码,然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。
该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。
(三)针刺法:
用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水,在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下,在受刺部位留有一黑色标记。
该法适用于大小鼠、豚鼠等。
在实验动物数量少的情况下,也可用于兔、狗等动物。
(四)化学药品涂染动物被毛法:
经常应用的涂染化学药品有
涂染红色:
0.5%中性红或品红溶液。
涂染黄色:
3-5%苦味酸溶液。
涂染黑色:
煤焦油的酒精溶液。
根据实验分组编号的需要,可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。
如果实验动物数量较多,则可以选择两种染料。
该方法对于实验周期短的实验动物较合适,时间长了染料易退掉;对于哺乳期的子畜也不适合,因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
(五)剪毛法:
该法适用于大、中型动物,如狗、兔等。
方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码,此法编号清楚可*,但只适于短期观察。
(六)打孔或剪缺口法:
可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。
如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。
该法可以编至1~9999号,此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。
二、分组
(一)分组的原则:
进行动物实验时,经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。
动物分组应按随机分配的原则,使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去,以避免各组之间的差别,影响实验结果,特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。
每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。
如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验,就要求选较多的动物,以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量,确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。
(二)建立对照组:
分组时应建立对照组。
1.自身对照组:
是指实验数据而言。
实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果,此法可排除生物间的个体差异。
2.平行对照组:
有正对照组和负对照组两种。
给实验组动物某种处理,而给正对照组用同样方法进行处理,但并不采用实验所要求的药物或手段,负对照组则不给任何处理。
3.具体分组时,应避免人为因素,随机把所有的动物进行编号,然后令其双数为A组(实验组),单数为B组(对照组)即可或反之。
如果要分若干个组时,应该用随机数字表示进行完全随机分组。
第三节实验动物的麻醉方法
麻醉(anesthesia)的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉,保障实验动物的安全,使动物在实验中服从操作,确保实验顺利进行。
一、
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