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椎间盘的营养与退变

椎间盘的营养与退变

刘海飞，王德春，胡有谷

【关键词】椎间盘退变

　　椎间盘退变是椎间盘突出的病理基础。

椎间盘是人体内最大的无血管组织，营养成份需从椎间盘周边的毛细血管通过细胞外基质抵达位于髓核中心的细胞，而代谢废物通过逆向通路移出组织。

本文将综述椎间盘的营养供给及调剂营养供给的因素，并探讨椎间盘的营养供给同退变、修复的关系。

1椎间盘的营养供给及特点

椎间盘的营养要紧依托软骨终板通路和纤维环外周通路供给。

11软骨终板途径

供给椎间盘的毛细血管床密度在椎间盘中心区最高，向外周递减，到骺环处消失，血管床的密度和完整性随年龄增加慢慢消减。

来自毛细血管的营养成份在抵达椎间盘前必需通过一层致密的软骨终板。

毛细血管穿入软骨下终板的通道中止于骨软骨结合部的袢，在胎儿和婴儿期，有许多距离的营养血管穿入，到儿童期血管消失，仅残留相对薄弱的通道，可致使后来schmorl结节和软骨下终板钙化的发生。

Benneker等〔1〕研究发觉椎间盘骨性终板内通道的大小、密度同退变紧密相关，通道的阻塞可能是细胞营养不足、基质合成下降而致使髓核退变的缘故。

成人软骨终板成份同其它透明软骨相同，但比膝关节软骨水化程度低，低水化程度和高蛋白多糖浓度限制了溶质的转运，起到溶质选择性通过屏障作用。

小分子、不带电溶质（如氧，氨基酸，水）可自由通过终板，部份阴离子不能通过。

大分子溶质分子量越大越不易通过，线形分子较球形分子更难通过。

椎间盘损伤、软骨下终板钙化〔2〕力学改变都会阻碍血管床结构和软骨下终板的多孔性，进而阻碍椎间盘营养供给。

12纤维环外周途径

纤维环富含血管，胎儿期血管穿入纤维环，到儿童末期，椎间盘外层1~2mm纤维环中的血管与小毛细血管分离，继而消失〔3〕。

2阻碍椎间盘营养供给的因素

研究显示椎间盘退变同其营养供给下降有关，髓核细胞的营养供给受以下因素阻碍。

21血管因素

Crock等对供给椎体的动静脉系统进行了描述。

椎体外部区域，纤维环中部，椎体中心别离由不同动脉供给。

供给椎间盘的毛细血管从这些动脉分支最终汇入软骨下静脉网或椎体内骨髓腔静脉。

这些毛细血管上有对外来信号反映并调剂血流的M受体，振动或抽烟都能够通过阻碍毛细血管壁的M受体调剂血流，减少营养供给。

供给椎体的血管性疾病，如腹主动脉粥样硬化，同椎间盘退变和腰背部疼痛发生有关。

Mauno等证明腹主动脉粥样硬化与椎间盘退变有关〔4〕。

发生血栓形成性疾病和纤维蛋白溶解降低性疾病，如镰刀性贫血、Caisson病和Gaucher病时，供给软骨终板的毛细血管可能发生阻塞，可致使椎间盘严峻的营养不良性改变和椎间盘的退变。

Kurunlahti等〔5〕研究证明腰椎间盘营养弥散的减少同腰动脉血流量的减少是紧密相关的。

22软骨终板

软骨下骨发生硬化或软骨终板钙化时椎间盘细胞营养供给受到阻碍。

随年龄增加，软骨终板厚度减低，发生不明缘故的钙化。

体内和体外研究证明，脊柱侧弯时软骨终板可发生高度的钙化，软骨下骨和软骨终板的渗透性显著下降，小分子物质的转运受到阻碍。

Urban等〔8〕证明，气态示踪物注入侧弯椎间盘后发生丢失与活力的丧失有关。

Nachemson等证明通过终板软骨下骨途径进入人椎间盘的造影剂在退变椎间盘中明显减少。

Peng等〔7〕对兔退变颈椎间盘研究证明，软骨终板的钙化和骨化致使颈椎间盘营养障碍，可能是致使颈椎间盘退变的关键因素。

终板损伤也会阻碍椎间盘的营养供给而致使退变发生。

Holm等〔8〕将家猪L4腰椎终板打孔，3个月后发觉，外层纤维环水分含量显著下降、髓核蛋白多糖含量显著下降而且细胞数量减少，L2~4腰椎压力测试显示实验椎间盘内压力显著降低。

Cinotti等〔9〕研究了猪的腰椎间盘软骨终板损伤模型，通过MRI、组织学和生化研究发觉，终板损伤能够致使猪椎间盘的退行性改变，而且退变严峻程度与损伤的程度相关。

23基质内转运

营养成份通过基质的特性取决于基质和溶质两方面，基质要紧由致密多负离子蛋白多糖胶质和包埋其中的胶原网组成，起到选择性渗透屏障作用。

Urban等发觉低浓度的大分子（如生长因子，蛋白酶抑制剂）可进入椎间盘。

带正电小分子，如钠等，进入量与蛋白多糖浓度成正比；硫酸盐氯化物等部份可进入椎间盘。

髓核中蛋白多糖浓度比外层纤维环中高，小分子溶质和带正电分子更易进入髓核。

溶质通过基质的比率受基质成份尤其是蛋白多糖浓度的阻碍，弥散系数为水溶液中的40％~50％。

Boubriak等证明，若是用酶排除蛋白多糖的阻碍，溶质弥散性会接近外部溶液〔10〕。

24细胞因素

椎间盘细胞需要营养来维持活性和功能。

细胞要紧的能量供给来自糖分解，它们大量消耗葡萄糖和生成乳酸〔11〕。

代谢生成过量的乳酸使pH降至64以下，可损害细胞活力，当葡萄糖浓度降至05mmol／L以下，持续几天后细胞开始死亡〔12〕；pH值处于高于64的酸性环境下，细胞虽不致死亡，细胞基质合成受到损害〔13〕。

椎间盘细胞大量消耗O2但仅产生少量CO2，低氧环境下，细胞失活，基质合成大量减少〔12〕。

Selard等〔14〕研究了营养经终板和纤维环外层的弥散转运情形，发觉氧浓度梯度、葡萄糖和乳酸对消耗率和弥散性十分灵敏。

Bibby等〔15〕发觉酸性环境中牛髓核细胞活力下降，假设伴有葡萄糖含量降低，细胞活力下降更多。

椎间盘细胞的活力取决于复合营养代谢环境，氧、葡萄糖和乳酸梯度对代谢率、基质合成和细胞存活有重要作用，而代谢率又极大地阻碍了这些成份的梯度。

椎间盘内最大细胞密度受营养限制，椎间盘的营养也直同意细胞密度调剂，细胞数量越多，需求越高。

椎间盘细胞中细胞密度在纤维环边缘处最高，髓核区显著下降。

Homer等〔16〕将牛椎间盘髓核细胞体外培育于琼脂糖凝胶扩散盒中，在开放端供给营养模拟体内椎间盘营养供给，发觉细胞密度越大存在活细胞处距离开放端越近；酸性pH值（60）下细胞存活很少；无氧条件下，细胞可存活13d而不丢失活力，仅合成蛋白多糖减少。

25机械因素

Wiseman等〔17〕证明，牛尾椎不同椎体节段间微小的机械负荷不同可致使节段特异性髓核细胞代谢和基质组成不同。

Bibby等〔18〕通过微电极研究发觉越接近脊柱侧弯的尖部，氧浓度越低，乳酸浓度越高，细胞总数越少，证明细胞活力同脊柱椎间盘畸形相关。

不对称负荷、组织畸形和营养供给缺失别离或联合作用致使细胞死亡。

Urban等〔19〕通过N2O微电极研究，发觉脊柱侧弯病人侧弯顶椎椎间盘N2O浓度最低，其上或下2个椎间盘中N2O浓度较顶椎椎间盘显著提高。

微聚放射学说明侧弯致使的终板钙化程度的提高可能限制了溶质的弥散。

阻碍弥散的因素，如溶质的弥散性、分隔系数和椎间盘高度（弥散距离）对椎间盘水化程度灵敏。

压力负荷诱导的液体生成和重吸收的循环对营养转运起到重要作用〔19〕。

3体内椎间盘营养通路的观看

31动物研究

最先的椎间盘营养通路研究是通过将荧光或放射活性标记物注入动物椎间盘来进行的。

研究证明，标记物从椎体和纤维环外周的组织渗透入椎间盘，动物成熟衰老后，椎间盘营养供给受到阻碍。

Holm等发觉，抽烟改变鼠椎间盘营养的微环境，可快速抑制氧转入椎间盘和乳酸移出椎间盘，脊柱融合显著降低细胞活性，但对营养转运有较小阻碍。

Urban等证明短时间锻炼（6h）对椎间盘营养通路阻碍甚微，长期锻炼（3个月）显著提高硫酸盐和氧向椎间盘内的转运，这可能由于椎体和椎间盘间隙微环境的重塑造所致使。

初期动物研究说明溶质渗透的程度取决于溶质本身的特性，如大小和电荷情形。

正常椎间盘致密少孔，大分子溶质如白蛋白和溶菌酶不能进入椎间盘。

由于细胞外基质的多负离子特性，椎间盘内的阳离子比阴离子渗透范围更大，带负电的离子穿透力远不如带正电的离子〔20〕。

32磁共振成像研究

椎间盘营养通路的磁共振研究是通过经静脉注射顺磁性介质，监测椎间盘内信号强度的提高和造影剂的运动，来观看其血供通路。

介质的带电情形、动物的年龄和注射后时刻长短都会阻碍介质的渗透，而阻碍放射活性或荧光素标记物的结果。

渗透程度也取决于造影剂分子量的大小，有研究发觉把造影剂连接到高分子量溶质上会抑制其在椎间盘内的渗透。

最近有人开始研究人椎间盘的营养供给通路。

19个人体椎间盘的研究显示，退变椎间盘终板区的增强较正常椎间盘低很多，提示退变椎间盘的营养通路受损〔21〕。

Bydder等〔22〕通过数学模型和精细成像方式证明，人椎间盘营养通路要紧由弥散作用操纵。

Rajasekharan等〔23〕发觉，注射钆双胺6h后人椎间盘髓核内强度达到顶峰，信号维持24h以上，小于10岁儿童椎间盘内信号最强，轻微退变椎间盘内信号强度比正常椎间盘低。

磁共振增强成像研究是研究椎间盘营养供给的有效手腕之一〔24〕。

33电极研究

磁共振通过检测大分子溶质活动来观看椎间盘营养通路，微电极通过检测椎间盘内可溶性气体的活动来观看椎间盘的血供。

有人用微电极研究血氧浓度升高后狗椎间盘内氧浓度的改变，发觉椎间盘内氧张力缓慢增高，与弥散原理相一致。

OHare等证明了用微电极法检测椎间盘内氧浓度和氧弥散的可行性。

这些研究发觉椎间盘要紧依托软骨终板血供供给营养，仅外层纤维环外部的营养由外周血管供给。

N2O可用作微电极监测的气体。

N2O分子很小而且比MRI增强剂的溶解性更好，能够进入椎间盘的任何区域，而且N2O处于不代谢状态，其浓度仅反映血供情形。

Urban等〔6〕通过对N2O监测发觉，脊柱侧弯病人椎间盘血供严峻受损，侧弯的顶椎部最重，可能由于软骨终板钙化所致使的营养血供阻断造成的。

4营养供给缺失的结果

椎间盘中央的营养浓度较外周低很多，对营养的改变最为灵敏，第一发生退变和死亡〔25〕。

氧和pH值水平对基质的转换有重要阻碍，硫酸葡聚糖生成率在pH70，氧浓度5％~10％下最大，远大于处于体外培育环境中pH74和氧浓度21％时的生成率〔26〕。

高氧浓度和高pH时基质生成下降，可能由于细胞不能有效的清除高氧浓度下的代谢物所致〔27〕。

若是椎间盘受损，营养浓度降至临界水平（低于05mmol／L葡萄糖和pH63），细胞会发生死亡。

假设营养浓度没有降至临界水平以下，低氧和pH值也能够对基质合成产生不良阻碍。

Razaq等体外培育牛髓核细胞，发觉氧浓度降至5％以下；pH低于68时，基质合成率迅速下降。

酸性环境下，基质合成受抑制，椎间盘细胞持续产生活性基质金属蛋白酶（matrixmetalloproteinases，MMP）来分解基质大分子〔13〕。

5椎间盘的营养和修复

最近，许多研究验证细胞移植、外源性药物或生长因子可刺激细胞增殖、改善椎间盘营养，增进椎间盘修复。

Gorensek〔28〕和Rahmat〔29〕别离用同源性软骨细胞移植修复动物椎间盘退变。

Ganey等〔30〕将椎间盘或具有分化功能的干细胞移植入破坏的或退变的椎间盘。

Alini等〔31〕应用组织工程学方式体外支架培育椎间盘细胞，产生适合于椎间盘修复的基质后再移植，来修复椎间盘。

Turgut等〔32〕制造鼠椎间盘退变模型，应用尼莫地平8周后发觉用药组终板内血管数量和密度较对照组显著提高，证明尼莫地平可增进退变椎间盘软骨终板的血管化。

Razaq等发觉，椎间盘中生长因子的作用对营养和代谢微环境十分灵敏，当椎间盘内生理性pH68时，转化生长因子的刺激作用消失，体内椎间盘注射TGFβ可能不起作用，还可能由于刺激乳酸生成产生相反的作用〔33〕。

6展望

椎间盘退变是一种渐进性病变进程。

退变的发生同营养供给的改变紧密相关，要紧同血管因素、软骨终板、基质因素、细胞因素和机械因素相关。

通过医治血管和血液系统疾病、减少抽烟和振动可排除血管因素作用；矫正脊柱侧弯等可减少机械负荷、延缓软骨终板的钙化；应用细胞移植和基因医治、组织工程学方式可有效改善椎间盘细胞和基质因素的阻碍。

存在的问题：

（1）软骨终板随年龄发生的钙化机理不明，尚无有效延缓方式。

（2）目前椎间盘营养和代谢物浓度的检测都是有创检查，只能在动物体内和外科手术时病理性椎间盘组织中进行，没有在正常人体内椎间盘中实行。

（3）椎间盘退变更物模型通常由年轻健康的椎间盘诱导而来，具有短时效性，人为制造的椎间盘退变与自然发生的人椎间盘退变有必然不同，对椎间盘营养的阻碍并非清楚，退变更物模型的生物医治方式应用于人椎间盘退变受到限制〔13〕。

通过研究椎间盘营养同退变之间的关系，探访延缓营养供给减少、退变发生的方式，还有很长的路要走。

参考文献：

〔1〕BennekerLM,HeiniPF,AliniM,etYoungInvestigatorAwardWinner:

vertebralendplatemarrowcontactchannelocclusionsandintervertebraldiscdegeneration［J］.Spine,2005,30

（2）:

167173.

〔2〕AyotteDC,ItoK,PerrenSM,etconstrictionflowinaporoelasticsolid:

theintervertebraldiscvalve［J］.JBiomechEng,2000,122:

587593.

〔3〕UrbanJP,SmithS,Fairbankoftheimervertebraldisc［J］.Spine,2004,29（23）:

.

〔4〕MaunoK,OsmoT,HeikkiV,etofatherosclerosiswithlowbackpainandthedegreeofdiscdegeneration［J］.Spine,1999,24（20）:

.

〔5〕KurunlahtiM,KerttulaL,JauhianenJ,etofdiffusioninlumbarintervertebraldiskswithocclusionoflumbararteries:

astudyinadultvolunteers［J］.Radiology,2001,221:

779786.

〔6〕UrbanMR,FairbankJC,EtheringtonPJ,etmeasurementoftransportintoscolioticintervertebraldiscsinvivousingnitrousoxideasatracer［J］.Spine,2001,26:

984990.

〔7〕PengB,HouS,ShiQ,etrelationshipbetweencartilageendplatecalcificationanddiscdegeneration:

anexperimentalstudy［J］.ChinMedJ（Engl）,2001,114（3）:

308312.

〔8〕HolmS,HolmAK,EkstrcML,etdiscdegenerationduetoendplateinjury［J］.JSpinalDisordTech，2004，17

（1）:

6471.

〔9〕CinottiG,RoccaCD,RomeoS,etchangesofporcineintervertebraldiscinducedbyvertebralendplateinjuries［J］.Spine,2005,30

（2）:

174180.

〔10〕BoubriakOA,UrbanJP,AkhtarS,eteffectofhydrationandmatrixcompositiononsolutediffusioninrabbitsclera［J］.ExpEyeRes,2000,71:

503514.

〔11〕IshiharaH,Urbanoflowoxygenconcentrationsandmetabolicinhibitorsonproteoglycanandproteinsynthesisratesinintervertebraldiscs［J］.JOrthopRes,1999,17:

829835.

〔12〕BibbySR,JonesDA,RipleyRM,etoftheintervertebraldisc:

effectsoflowlevelsofoxygen,glucose,andpHonratesofenergymetabolismofbovinenucleuspulposuscells［J］.Spine,2005,30（5）:

487496.

〔13〕RazaqS,WilkinsRJ,UrbaneffectofextracellularpHonmatrixturnoverbycellsofthebovinenucleuspulposus［J］.EurSpineJ,2003,12:

341349.

〔14〕SelardE,ShiraziadlA,Urbanelementstudyofnutrientdiffusioninthehumanintervertebraldisc［J］.Spine,2003,28:

.

〔15〕BibbySR,Urbanofnutrientdeprivationontheviabilityofintervertebraldisccells［J］.EurSpineJ,2004,13（8）:

695701.

〔16〕HomerHA,UrbanVolvoawardwinnerinbasicsciencestudies:

effectofnutrientsupplyontheviabilityofcellsfromthenucleuspulposusoftheintervertebraldisc［J］.Spine,2001，26（23）:

.

〔17〕WisemanMA,BirchHL,AkmalM,etvariationintheinvitrocellmetabolismofnucleuspulposuscellsisolatedfromaseriesofbovinecaudalintervertebraldiscs［J］.Spine,2005,30（5）:

505511.

〔18〕BibbySR,FairbankJC,UrbanMR,etviabilityinscolioticdiscsinrelationtodiscdeformityandnutrientlevels［J］.Spine,2002,27（20）:

.

〔19〕NimerE,SchneidermanR,Maroudasandpartitionofsolutesincartilageunderstaticload［J］.BiophysChem,2003,106:

125146.

〔20〕TaiCC,WantS,QuraishiNA,etprophylaxisinsurgeryoftheintervertebralcomparisonbetweengentamicinandcefuroxime［J］.JBoneJointSurgBr,2002,84:

.

〔21〕NguyenMinhC,HaughtonVM,PapkeRA,etdiffusionofsolutesintointervertebraldiskswithMRimagingandparamagneticcontrastmedium［J］.AmJNeuroradiol，1998,19:

.

〔22〕Bydderapproachestomagneticresonanceimagingofintervertebraldiscs,tendons,ligaments,andmenisci［J］.Spine,2002,27:

.

〔23〕Rajasekharanstudyofdiffusionintotheintervertebraldisc［J］.Spine,2004.

〔24〕YoungIR,Bydderresonance:

newapproachestoimagingofthemusculoskeletalsystem［J］.PhysiolMeas,2003,24:

123.

〔25〕BoosN,WeissbachS,RohrbachH,etofagerelatedchangesinlumbarintervertebraldiscs:

2002VolvoAwardinbasicscience［J］.Spine,2002,27:

.

〔26〕lshiharaH,Urbanoflowoxygenconcentrationsandmetabolicinhibitorsonproteoglycanandproteinsynthesisratesintheintervertebraldisc［J］.JOrthopRes,1999,17:

829835.

〔27〕Urbanroleofthephysicochemicalenvironmentindeterminingdisccellbehavior［J］.BiochemSocTrans,2002,30:

858864.

〔28〕GorensekM,JaksimovicC,KregarVelikonjaN,etpulposusrepairwithculturedautologouselasticcartilagederivedchondrocytes［J］.CellMolBiolLeU,2004,9

（2）:

363373.

〔29〕RahmatR,MooreILl,NikoloffS,etchondrocyteimplantationinanovinemodelofdiscdegeneration［J］.Canberra,Australia:

SpineSocietyofAustralia,2003.

〔30〕GaneyTM,Meiselpotentialroleforcellbasedtherapeuticsinthetreatmentofintervertebraldischerniation［J］.EurSpineJ,2002,11（suppl2）:

206214.

〔31〕AliniM,RoughleyPJ,AntoniouJ,etbiologicalapproachtotreatingdiscdegeneration:

notfortoday,butmaybefortomorrow［J］.EurSpineJ,2002,11（suppl2）:

215220.

〔32〕TurgutM,UysalA,UsluS,eteffectsofcalciumchannelantagonistnimodipineonendplatevascularityofthedegene