实验二 家兔实验Word格式文档下载.docx

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（2）开机：

确认电源插头与显微镜接合牢固、显微镜电源开关在关闭位置和光亮度调节旋纽在最小位置，然后才能打开电源开关，调节光亮度调节旋纽至中等位置。

（3）调光：

旋转物镜旋转器使低倍物镜（4倍）对准通光孔，升起聚光镜至载物台平面，打开光栅（也称光圈）至最大，使光量充足。

（4）放置切片：

切片正面朝上放置于载物台上，用持片器卡住玻片。

右手调节载物台移动旋纽，使被观察组织对准通光孔。

（5）低倍镜观察：

眼睛置于侧面，调节粗调焦旋纽，升起载物台至最高（OLYMPUSCH-20有自动保护功能）。

然后眼睛置于目镜上，调节粗调焦旋纽，使载物台缓慢下降，看到组织后，再调节细调焦旋纽，直至观察到清晰的组织图象。

然后测览整张切片。

（6）调节目距：

双眼置于目镜上，推动目镜镜筒上的目距调节推杆左右移动，使目距与瞳距一致，即双眼视野重叠为一个清晰视野。

（7）高倍镜观察：

低倍镜下将需要放大观察的部分移入视野中央，旋转物镜转换器，使高倍物镜对准通光孔，只需稍稍旋动细调焦旋纽，就能得到清楚的物像了。

（8）调节双眼屈光度（双眼清晰）：

使用高倍物镜（40倍），仅睁开右眼，调节细调焦旋纽至右眼视野清晰，然后闭上右眼，仅睁开左眼，调节左目镜上的屈光度补偿旋纽至左眼视野清晰，此时双眼清晰。

（9）正确擦拭显微镜和切片：

干的擦镜纸可用于擦拭目镜、物镜、切片和光源上的灰尘；

滴加擦镜液（乙醚液）的擦镜纸仅用于擦拭物镜镜头、切片上的油污。

（10）更换切片：

在观察完一张切片后，将高倍镜转换至低倍镜后，再更换切片，以免损坏切片和镜头。

（11）关闭显微镜：

依次降低载物台，低倍物镜对准通光孔，取下组织切片，调节光亮度致最小，关闭开关，拔下电源插头，将镜体各部擦拭干净，盘好电源线，罩上防尘罩。

3．以OLYMPUSCH-20为例说明显微镜的低倍镜（10倍镜）的使用方法。

（1）显微镜置于观察者的正前方，距离实验台边缘约5厘米。

旋转物镜旋转器使低倍物镜（4倍镜）对准通光孔，升起聚光镜至载物台平面，打开光栅（也称光圈）至最大，使光量充足。

（5）低倍镜（4倍镜）观察：

眼睛置于侧面，调节粗调焦旋纽，升起载物台至最高。

（7）低倍镜（10倍镜）观察：

旋转物镜转换器，使10倍物镜对准通光孔，只需稍稍旋动细调焦旋纽，就能得到清楚的物像了。

4．以OLYMPUSCH-20为例说明显微镜的高倍镜（40倍镜）的使用方法。

（1）放置切片：

（2）低倍镜（10倍镜）观察：

（3）高倍镜（40倍镜）观察：

旋转物镜转换器，使高倍物镜（40倍镜）对准通光孔，只需稍稍旋动细调焦旋纽，就能得到清楚的物像了。

（注意：

低倍镜观察清晰后，转换高倍镜观察时，不要降低载物台，只需稍稍旋动细调焦旋纽，就能得到清楚的物像了）。

5．以OLYMPUSCH-20为例简述普通生物显微镜的开机和关机步骤。

普通生物显微镜的开机步骤是：

检查电源线接口是否连接牢固，确认显微镜电源开关在关闭位置（O），并且光亮度调节旋纽在最小位置

（1）。

然后才能打开电源开关（I），调节光亮度调节旋纽至中等位置（2-3）。

普通生物显微镜的关机步骤是：

依次降低载物台，低倍物镜对准通光孔，取下组织切片，调节光亮度致最小，关闭开关，拔下电源插头，将镜体各部擦拭干净，盘好电源线，罩上防尘罩，将显微镜置于桌子中央。

6．以OLYMPUSCH-20为例简述如何调节显微镜的双眼屈光度同步（双眼清晰）？

（4）调节双眼屈光度同步：

使用高倍物镜（40倍），仅睁开右眼，调节细调焦旋纽至右眼视野清晰；

然后闭上右眼，仅睁开左眼，调节左目镜上的屈光度补偿旋纽至左眼视野清晰，此时双眼清晰。

7．演示并说明如何正确擦拭显微镜和切片？

干擦镜纸：

可用于擦拭目镜、物镜、切片和光源上的灰尘等，取2-3张擦镜纸，轻轻擦拭镜头或切片上的灰尘。

将用过的擦镜纸置于污物桶内。

湿擦镜纸：

即滴加了擦镜液（乙醚液或二甲苯液）的擦镜纸，仅用于擦拭物镜镜头、切片上的油污。

旋转物镜转换器，将污染的物镜转出，取2-3张擦镜纸，滴加1-2滴擦镜液（乙醚液或二甲苯液），轻轻按在物镜镜头上，等待1-2秒钟，然后稍微转动擦镜纸，拭净油污。

第二节制片和染色技术

1．外周血涂片制作和瑞特染色的操作步骤。

（1）采血：

75％乙醇消毒手指，用采血针迅速刺破手指皮肤，第一滴血擦去不要。

（2）推片：

将流出的第二滴血滴在玻片右端。

取另一玻片置于血滴左线，稍向后退，血液就充满在两玻片的斜角中，再以30～40°

角向左方均匀推出，即涂成血液薄膜。

（3）染色：

待涂片干燥后，在欲染色的区域，用特种铅笔画一圆框，加数滴瑞特染液在血膜上，染色3～5分钟，然后滴加等量蒸馏水静置4～6分钟后，用蒸馏水将多余染液慢慢冲去，即可观察。

（4）封片：

涂片完全干燥后，可用中性树胶或浓香柏油封片，长期保存。

2．显微镜观察并用指针指示出血涂片中的中性粒细胞。

血涂片正面朝上放置于载物台上，用持片器卡住玻片。

（2）低倍镜观察：

然后眼睛置于目镜上，调节粗调焦旋纽，使载物台缓慢下降，看到血细胞后，再调节细调焦旋纽，直至观察到清晰的细胞图象。

（3）高倍镜观察：

（4）中性粒细胞大小适中，核常分为2-5叶，细胞越成熟叶数越多，胞浆较丰富，嗜酸性染色，呈淡红色。

（5）调节载物台移动旋纽，将找到的中性粒细胞移动到镜下视野的中央，并用指针的尖端正对着找到的中性粒细胞即可。

11．显微镜观察并用指针指示出血涂片中的淋巴细胞。

（4）淋巴细胞体积较小，核大而略呈球形，染色质致密结块，呈深紫色，一侧可有缺痕；

胞浆稀少，呈环状，嗜碱性染色，呈天蓝色。

（5）调节载物台移动旋纽，将找到的淋巴细胞移动到镜下视野的中央，并用指针的尖端正对着找到的淋巴细胞即可。

第五节血液及相关指标检测

1．演示并说明ABO血型鉴定（玻片法）的基本步骤。

（1）取A型标准血清和B型标准血清各一滴，分别滴在验血片两端，标明A和B。

（2）用75％的乙醇棉球消毒耳垂或指尖，用消毒采血针刺破皮肤，取1～2滴血于盛有lml生理盐水之小试管中，混匀制成红细胞悬液。

（3）用滴管吸取红细胞悬液，分别滴一滴于验血片两端之血清上，用小玻棒混匀（注意勿将两种血清接触）。

（4）轻轻摇动玻片，使血液与血清充分混合，10min后先用肉眼观察有无凝集反应，再用显微镜在低倍镜下观察，如无凝集现象，再用小玻棒混合之，30min后，再行上述观察。

（5）根据凝集情况判定被检查者血型。

2．演示并说明外周血红细胞计数——显微镜计数法的操作步骤。

（1）制备红细胞稀释液：

以75％乙醇擦洗消毒手指，用采血针迅速刺破皮肤，擦去第一滴血不用。

用吸血管准确吸血10μl，吹入装有2ml生理盐水的试管中，混匀。

（2）加样：

将细胞计数板上的盖玻片盖好（注意盖玻片的位置应适当），然后用移液器吸取10μl红细胞稀释液加入到细胞计数板的盖玻片旁，使红细胞稀释液自动充满细胞计数池，切勿有气泡。

（3）计数：

静置2分钟，待细胞下沉。

用低倍镜（10倍物镜）找到方格线。

计算中央大格内四角和中心五个中格内的全部红细胞数。

3．演示并说明外周血白细胞计数——显微镜计数法的操作步骤。

（1）制备白细胞稀释液：

用抗凝采血管在经酒精消毒过的上臂正中静脉采血1-2ml，立即颠倒混匀；

然后用移液器移取抗凝血200μl加入盛有4ml稀释液（80μl冰醋酸加入4ml蒸馏水中）的试管中，颠倒混匀。

将细胞计数板上的盖玻片盖好（注意盖玻片的位置应适当），然后用移液器吸取10μl白细胞稀释液加入到细胞计数板的盖玻片旁，使白细胞稀释液自动充满细胞计数池，切勿有气泡。

计算四角4个大方格内的全部白细胞数。

第五章医学机能实验基本操作技能

第一节实验动物的基本操作方法

实验一、动物实验的基本操作方法1

（实验动物的捉拿、固定、性别鉴别、标记、给药方法、处死方法）

1．演示小鼠的捉拿固定。

小白鼠比大白鼠性格温和，一般毋需戴手套捕捉，但也要提防被咬伤。

捉拿时先用右手抓住鼠尾轻轻提起，置于鼠笼或实验台上（请勿悬空，防止其回头咬伤），在其向前爬行中，用左手的拇指、食指和中指抓住小鼠两耳后颈背部皮肤，然后将鼠体翻转向上固定在左手掌心中，拉直后肢，以无名指及小指夹住鼠尾部即可。

2．演示大鼠的捉拿固定。

大白鼠牙齿锋利，容易激怒咬人，捉拿时左手应戴防护手套，先用右手抓住尾巴，放在粗糙面上（如置于鼠笼），左手拇指和食指捏住两耳及前颈部皮肤，其余手指与手掌握住背部和腹部。

不要用力过大，切忌捏其颈部，以免窒息致死，过松容易挣脱而被咬伤。

3．鉴别小鼠性别，并灌胃。

小白鼠的性别鉴定方法，主要是通过观察动物的肛门与生殖器之间的距离来判断，距离远的为雄鼠，距离近的为雌鼠。

另外雌鼠体表在性器官部位有阴道口，而且在腹部有5对比较明显的乳头，在气温高时，大白鼠和家兔一样，雄鼠的阴囊部位也有两个椭圆形的睾丸，可以帮助鉴别。

此外，动物的外观也可以帮助区分其性别，通常在同龄鼠中雄鼠的身体外形比雌鼠要大，躯干及背部的肌发育比较强壮，雄鼠的头较大而且灵活，而雌鼠腰部及臀部发育较为宽大，并且腹部明显比雄鼠大。

用左手捉持固定小白鼠，使头部向上，颈部拉直但不宜过紧，以免窒息，右手持灌胃器，先从小白鼠口角插人口腔，压其头部，使口腔和食管成一直线，再紧沿上腭及咽后壁慢慢插入食管，使其前端到达膈肌位置。

如灌胃器插入2～3cm很顺利，动物安静，呼吸平稳，表明已经插人食管，即可将药液注入，如插入有阻力或动物有强烈挣扎，必须拔出重插，以免损伤食管或误入气管导致死亡。

4．叙述小鼠灌胃的方法，并具体操作一下。

灌胃量一般为0.1～0.3ml/10g。

5．动物处死的方法有哪些？

小鼠最常用处死方法为哪一种？

请演示一下。

常驻用动物的处死方法有，颈椎脱臼法、断头法、击打法、急性失血法、化学致死法。

小鼠常驻用的处死方法是：

颈椎脱臼法、击打法。

（1）颈椎脱臼法：

用手抓住鼠尾用力向后拉，同时另一手拇指和食指用力向下按住鼠头部。

使其脊髓和延髓离断，鼠可立即死亡。

（2）断头法：

用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。

断头时实验者可戴上棉纱手套，用右手握住鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头部剪掉。

鼠由于剪断了脑脊髓，同时大量出血，很快死亡。

（3）击打法：

右手抓住鼠尾部提起，用力击打其头部，鼠发生痉挛后很快死亡。

也可用小木锤用力击打鼠头部致死。

（4）急性失血法：

可采用眼眶动脉和静脉急性大量失血法使鼠很快死亡。

（5）化学致死法：

吸入CO，大白鼠和小白鼠在CO浓度为0.2％～0.5％的环境中即可中毒死亡。

皮下注射士的宁（小鼠用量为0.76mg～2.0mg/kg，大白鼠为3.0mg～3.5mg／kg）、吸入乙醚、氯仿均可致死。

大白鼠也可用25％氯化钾溶液0.6ml静脉注射致死。

6．请指出下列给药方式是何种给药方式，im。

说明操作要点，并操作。

是肌内注射；

部位：

肌内注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。

大白鼠、小白鼠可注射大腿内侧或外侧肌肉。

注射前应检查肌肉厚度，以便控制注射深度。

注射时针头迅速刺入肌肉，回抽注射器针栓如无回血现象，即可注射。

7．请指出下列给药方式是何种给药方式，ip。

ip是腹腔注射；

给小白鼠、大白鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量将动物头处于低位，使脏器移向横膈处，右手持注射器从下腹左或右侧向头部方向刺入皮下，针尖稍向前进针3～5mm，再将注射器沿45°

角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无血液、尿液、肠液，即可注入药液。

注意针头不要刺入过深，进针部位不要太靠上腹，以免刺破内脏。

剂量：

小白鼠注射量为0.1～0.2ml/10g，最大不超过0.5ml/只，大白鼠注射量为1.5ml/只。

8．请指出下列给药方式是何种给药方式，iv。

iv是静脉注射；

小白鼠和大白鼠：

一般采用尾静脉注射。

鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根。

操作时先将鼠置于特制的固定筒内（或将鼠放在鼠笼内，把鼠尾从鼠笼网眼中拉出），使鼠尾外露，用75%酒精或二甲苯棉球涂擦，或置入40℃～50℃温水中浸泡片刻，使尾部血管扩张。

以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托住鼠尾，以无名指和小指夹住鼠尾的末梢，右手持注射器（4～4

号针头），使针头与尾部近似平行刺入尾静脉，将针头刺人血管（即针头与尾部约3°

～5°

夹角），缓慢给药。

若针头已扎入血管则针栓很易推动，且尾部皮肤不肿胀，不冒水滴，静脉呈一条白线。

若推注有阻力而且局部变白，说明针头不在血管内，应拔针重新刺入。

穿刺时宜从近尾尖部1／3处静脉开始，以便重复向尾根部移位注射。

注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按压止血。

大鼠舌下静脉粗大，也可采用舌下静脉给药。

注射时，先麻醉好动物，再拉出舌头，找到舌下静脉，直接注入药物。

小白鼠一般用药量为0.1～0.2ml／10g，不宜超过0.5ml／10g。

大白鼠一般用药量<

1ml/只。

9．请指出下列给药方式是何种给药方式，sc。

sc是皮下注射；

皮下注射一般选取皮下组织疏松的部位，大白鼠、小白鼠可在颈后肩胛间、腹部两侧做皮下注射或左手抓住并提起头部皮肤，右手持注射器，自头顶部水平插入皮下，注入药液。

方法：

皮下注射时用左手拇指和食指轻轻提起动物颈背皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下，若针头容易摆动，证明针头已在皮下，推送药液使注射部位隆起。

拔针时，以手指轻按针孔片刻，可防止药液外漏。

若两人合作，一人左手抓住小白鼠头部皮肤，右手拉住鼠尾，另一人左手提起背部皮肤，右手持注射器刺入。

小白鼠注射量为0.1～0.3ml/10g，大白鼠注射量<

10．请指出下列给药方式是何种给药方式，ig。

ig请指出下列给药方式是何种给药方式，ig。

是灌胃给药；

小鼠灌胃量一般为0.1～0.3ml/10g，大鼠灌胃量一般为1～2ml/100g

11．大鼠静脉给药的途径有哪些？

大鼠静脉给药的途径有哪些？

实验二、动物实验的基本操作方2

（麻醉、实验标本的采集方法、处死、尸检）

1．小鼠解剖后，辨别心、肝、脾、肺、肾等器官。

心肺在膈肌以上胸腔；

而肝脏在膈肌下沿靠上腹部右侧；

脾脏紧贴胃大弯处紧贴胃；

肾脏在中腹部脊柱两侧。

2．辨别小鼠肾甲状腺、肾上腺、胰腺。

甲状腺在喉头下方紧贴气管呈半园形；

肾上腺在肾脏的上方，和大米大小类同；

胰腺在十二指肠周围和肠系膜类同。

3．大鼠解剖，辨别心、肝、脾、肺、肾。

4．演示小鼠的剪尾取血法（口述要点）。

将清醒鼠放在鼠笼中，露出尾巴，用酒精涂擦或用45℃温水浸泡使血管扩张，剪去尾尖0.3～0.5cm后，尾静脉血即可流出，用手轻轻地从尾根部向尾尖挤捏，可取到一定量的血液。

5．演示小鼠的眼球后静脉丛取血法。

左手持鼠，拇指与中指抓住颈部皮肤，食指按压头部向下，阻滞静脉回流，使眼球后静脉丛充血，眼球外突。

右手持1％肝素溶液浸泡过的自制吸血器，使采血器与鼠面成45°

夹角从内眦部刺入，沿内下眼眶壁，向眼球后推进4～5mm，旋转吸血针头，切开静脉丛，血液自动进入吸血针筒，轻轻抽吸血管（防止负压压迫静脉丛使抽血更困难），拔出吸血针，放松手压力，出血可自然停止。

也可用特制的玻璃取血管（管长7～10cm，前端拉成毛细管，内径0.1～1.5mm，长为1cm，后端管径为0.6cm）。

必要时可在同一穿刺孔重复取血。

此法也适用豚鼠和家兔。

6．演示小鼠的断头取血法。

实验者带上手套，用左手抓紧鼠颈部位，右手持剪刀，从鼠颈部剪掉鼠头，迅速将鼠颈端向下，对准有抗凝剂的试管，收集从颈部流出的血液，小鼠可取血0.8～1.2ml。

7．演示大鼠的鼠尾刺血法。

大白鼠用血量不多时（仅作白细胞计数或血红蛋白检查）可采用本法。

先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血，用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头即有血液滴出。

如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。

8．演示小鼠的眼眶取血法（摘眼球取血）。

演示小鼠的眼眶取血法（摘眼球取血）。

左手持鼠，拇指与食指捏紧头颈部皮肤，使鼠眼球突出，右手持弯镊或止血钳，钳夹一侧眼球部，将眼球摘出，鼠倒置，头部向下，此时眼眶很快流血，将血滴入预先加有抗凝剂的玻璃管内，直至流血停止。

此法由于取血过程中动物未死，心脏不断跳动，一般可取鼠体重4％～5％的血液量，是一种较好的取血方法，但只适用一次性取血。

9．请对小鼠进行尸检，辨认以下胃、十二指肠、盲肠、胆囊、胆总管和胰脏。

属腹腔脏器检查：

将处死后小鼠仰卧固定于解剖台上，沿正中线剪开皮肤和腹壁肌肉，剖开腹腔时，找出胃、十二指肠、盲肠、胆囊、胆总管和胰脏。

10．请对大鼠进行尸检，辨认以下胃、十二指肠、盲肠、胆总管和胰脏。

将处死后小鼠仰卧固定于解剖台上，沿正中线剪开皮肤和腹壁肌肉，剖开腹腔时，找出胃、十二指肠、盲肠、胆总管和胰脏。

11．请辨认小鼠的性别，并解剖，找出卵巢和子宫。

属泌尿器官和生殖器，雌性小鼠在下腹部可将两侧卵巢、输孵管、子宫体一同取出并辨认。

12．请辨认大鼠的性别，并解剖，找出卵巢和子宫。

属泌尿器官和生殖器，雌性大鼠在下腹部可将两侧卵巢、输孵管、子宫体一同取出并辨认。

13．请对小鼠进行尸检，辨认肾、肾上腺、膀胱、胸腺。

在下腹部可找到膀胱；

在胸腔可找到胸腺；

在肾脏的上方，和小米大小类同是肾上腺；

14．请对大鼠进行尸检，辨认肾、肾上腺、膀胱、胸腺。

在肾脏的上方，和大米大小类同是肾上腺；

第二节机能基本实验常用仪器及设备使用技术

实验一、手术器械的基本操作技术1

（常用手术器械的使用方法、手术的缝合及打结）

1.辨认常用手术器械。

手术剪刀、粗剪刀、眼科剪刀、镊子、圆头镊、眼科镊、金属探针、玻璃分针、锌铜弓、蛙心夹、蛙板、培养皿、手术刀、持针器、止血钳、动脉夹、三通开关、血管插管、气管插管。

2.口述拆线方法要点并演示。

拆线是指拆除皮肤上的缝线。

埋在皮肤深部组织和脏器上的缝线不拆除，仅在切口内化脓时要将暴露在外面的缝线拆除。

拆线的时间一般需8天～12天。

腹下、四肢等张力较大的部位拆线时间应稍长。

根据试验情况，也有不拆线的。

特别对小动物手术许多情况下不拆线，线头可自动脱落。

拆线时，先将线结及周围皮肤消毒，然后用有齿镊提夹线