医学机能实验讲稿阈刺激阈上刺激和最大刺激骨骼肌的单收缩和强直收缩.docx

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医学机能实验讲稿阈刺激阈上刺激和最大刺激骨骼肌的单收缩和强直收缩

《生理学》实验讲稿

实验一

阈刺激、阈上刺激和最大刺激

骨骼肌的单收缩和强直收缩

Threshold,SuprathresholdandMaximalStimulus

SingleTwitchandTetanusofSkeletalMuscle

前言

1.应穿工作服。

2.保持环境的安静，以免动物受惊吓激怒而咬人

3.捉拿动物后切记将盖盖好，以免动物逃跑，咬伤人或其它物品（如电源线）

4.未经老师同意不许使用电脑，不许随意开启电脑，更不许添加或删除程序。

一经发现将严肃处理。

5.每个实验小组，排一名代表到509室领取实验物品，当面清点.如有误，及时更正。

实验结束清洗干净实验物品后到领取物处还取实验物品。

6.班长或学习委员安排值日生，经老师验收签字后方可离去。

7.垃圾口分别在走廊东西头北墙（铁盖）处。

8.实验报告应在下次实验前由学习委员收齐后交给实验老师。

实验一

阈刺激、阈上刺激和最大刺激骨骼肌的单收缩和强直收缩

Threshold,SuprathresholdandMaximalStimulus

SingleTwitchandTetanusofSkeletalMuscle

目的要求

掌握阈刺激、阈上刺激和最大刺激的概念观察刺激频率和肌肉收缩反应之间的关系了解强直收缩的形成过程

基本原理

对于多细胞的组织来说，在一定范围内，刺激与反应之间表现并非“全或无”的关系。

当单个方波电刺激作用于坐骨神经或腓肠肌时，如果刺激强度太小，则不能引起肌肉收缩，只有当刺激强度达到阈值时，才能引起肌肉发生最微弱的收缩，这时引起的肌肉收缩称阈收缩。

随着刺激强度的增加，肌肉收缩幅度也相应增大，这种刺激强度超过阈值的刺激称为阈上刺激。

再继续增大刺激强度，肌肉的收缩幅度不再增大。

单收缩全过程可分为潜伏期、收缩期和舒张期。

当给肌肉连续的脉冲刺激时，如果后一个刺激落在前一次收缩的舒张期内，每次新的收缩都出现在产次收缩的舒张过程中，收缩过程呈现锯齿状，此收缩称为不完全强直收缩。

当刺激频率继续增加时，后一个刺激落在前一次收缩的收缩期内，肌肉则处于完全的持续收缩状态，看不出舒张的痕迹，此收缩称为完全强直收缩。

实验器材

蛙类手术器械，铁架台，双凹夹，锌铜弓，张力换能器，刺激器线、任氏液

生物机能实验系统、手术器械

实验方法

动物手术

观察项目

微机操作

手术过程

1.领取蟾蜍。

2.破坏脑和脊髓

3.后肢皮肤剥除

4.分离腓肠肌，结扎并在远端剪断跟腱

5.分离坐骨神经

6.连接生物机能实验系统

实验项目

观察阈刺激、最大刺激值

观察单收缩、不完全强直收缩及完全强直收缩的形式

实验二

期前收缩和代偿间歇、蛙心起搏点的分析

AnalysisofHeartPacemaker,PrematureSystoleandCompensatoryPauseinFrog

目的要求

通过在心脏活动不同时期给予刺激，以验证心肌在兴奋过程中兴奋周期性变化的特征。

采用斯氏结扎法观察蛙心起搏点，并分析心脏兴奋传导顺序

基本原理

1.心脏特殊传导系统具有自律性，不同部位的自律组织自律性不同。

正常心脏兴奋传导由窦房结开始，经心肌特殊传导组织相继引起心房、心室的兴奋和收缩。

哺乳类动物的心脏起搏点是窦房结，两栖类动物的心脏起搏点是静脉窦。

2.心肌在兴奋时，兴奋性可发生周期性的改变。

蛙心兴奋性的特点是有效不应期很长，相当于整个收缩期或舒张早期，在此期间任何强大的刺激均不能引起心肌的兴奋和收缩。

但在舒张早期之后，即在相对不应期，一次较强的刺激可在正常窦房结兴奋到达之前产生一次提前出现的兴奋和收缩，称之为期前兴奋和期前收缩。

而期前兴奋也有不应期，因此，一次正常的窦房结兴奋到时正好落在期前兴奋的有效不应期内，则不能引起心肌兴奋和收缩，会出现一个较长的舒张期，称为代偿间歇。

实验对象：

蟾蜍

实验器材

1.蛙类手术器械，丝线，铁架台，双凹夹，张力换能器，刺激器线，任氏液

2.生物机能实验系统

实验方法

1.动物手术

2.观察项目

3.微机操作

手术过程1

1.领取蟾蜍

2.破坏脑和脊髓

3.暴露心脏

4.将蛙心夹夹住心尖，并与张力换能器和刺激器相连

5.观察期前收缩和代偿间歇。

手术过程2

1.领取蟾蜍

2.破坏脑和脊髓

3.暴露心脏

4.识别心脏各结构，观察心脏静脉窦、心房和心室的活动顺序及各部位的速率

5.进行斯氏结扎并观察

实验结果

蛙心解剖位置前面观

蛙心解剖位置后面观

1.在静脉窦和心房交界处的窦房沟出结扎，阻断静脉窦和心房之间的传导。

观察蛙心各部博动的变化，并记录。

2.在上述步骤完成后，在心房和心室间的房室沟处进行第二次结扎，观察结扎后蛙心各部搏动的变化，并记录。

注意事项

1..使用蛙心夹时,尽量少夹一些。

在蛙心舒张期时夹蛙心夹

2..在和张力换能器相连时，用力不宜过大，以免损伤应变片

实验三

家兔呼吸运动的调节（各种因素对呼吸运动的调节）

RegulationofRespiration

目的要求

学习测定家兔呼吸运动的方法

观察并分析影响呼吸运动的各种因素

观察兔呼吸运动过程中胸膜腔内压的变化规律

基本原理

正常节律性的呼吸运动是中枢节律性活动的反映，是在中枢神经系统参与下，通过多种传入冲动的作用，反射性调节呼吸的频率和深度来完成的。

其中较为重要的调节活动有呼吸中枢的直接调节和肺牵张反射等的反射性调节。

因此，体内外各种刺激可以作用中枢或通过不同的感受器反射性地影响呼吸运动。

平静呼吸时，胸膜腔内压力虽然随着呼气和吸气而升降，随着呼吸深度的变化而变化，但其数值始终低于大气压力而为负值，故胸膜腔内压也称为胸内负压。

实验对象

家兔

实验器材

1.手术器械、兔手术台、气管插管、注射器（20mL、5mL、1ml）、长橡皮管、压力换能器、纱布、手术线，粗穿刺针头、20％氨基甲酸乙酯溶液、3％乳酸溶液、缺氧瓶、CO2瓶、生理盐水。

2.生物信号处理器。

实验方法

1.动物手术

2.观察项目

3.微机操作

手术过程

1.领取动物

2.称重

3.麻醉、固定

4.手术、分离气管

5.气管插管并与压力换能器相连接

6.分离两侧迷走神经

7.待各项结果出来后，进行胸膜腔穿刺

观察项目

1.正常呼吸曲线

2.增加无效腔

3.连接缺氧瓶

4.连接CO2发生器

5.静脉注射3％乳酸

6.切断一侧迷走神经

7.切断另一侧迷走神经

8.观察胸膜腔内压及在呼吸周期内的规律变化

实验结果

实验四

影响尿生成的因素（各种因素对尿生成的影响）

AffectingFactorsofUrineForming

目的要求

1.学习家兔尿液收集的实验方法

2.观察某些神经、体液因素对尿生成的影响

基本原理

尿的生成过程包括肾小球滤过、肾小管和集合管重吸收及分泌、排泄过程。

肾小球滤过作用受滤过膜通透性、肾小球有效滤过压和肾小球血浆流量等因素的影响。

肾小管和集合管重吸收受小管液的溶质浓度和血液中血管升压素及肾素—血管紧张素—醛固酮系统等因素的影响。

凡能影响上述各种因素者，均可影响尿的生成

实验对象

家兔

实验器材

手术器械、兔手术台、纱布、手术线、注射器（20mL、2mL）、气管插管、膀胱漏斗、速尿、尿糖试纸、20％氨基甲酸乙酯溶液、垂体后叶素、20％葡萄糖溶液、生理盐水、1：

10000去甲肾上腺素。

实验方法

1.动物手术

2.观察项目

手术过程

1.领取动物

2.称重

3.麻醉、固定

4.手术、分离气管

5.腹部手术

6.插膀胱漏斗

观察项目

1.记录基础尿量（滴/分）

2.注射生理盐水（37℃、20ml）

3.注射20％葡萄糖5ml

4.注射甘露醇（2ml/kg体重）

5.注射速尿（5mg/kg体重）

6.注射垂体后叶素（2—5U）

7.注射去甲肾上腺素（1：

10000、0.5ml）

《病理生理学》实验讲稿

实验五

水肿（影响血管内外液体交换的因素及实验性水肿）

实验目的

学习蟾蜍灌流标本制备和复制蟾蜍水肿模型的方法

观察灌注液渗透压、微血管壁通透性及淋巴回流等因素在水肿发生中的作用

实验原理

1.采用结扎动物躯干（阻断浅表淋巴及静脉回流）

2.静脉滴注中分子右旋糖酐（改变血浆胶体渗透压）

3.静脉滴注组胺（增加毛细血管通透性）

4.以体循环灌注量和流出量的差值为指标，判定血管内外液体交换平衡与组织液生成情况。

实验动物

牛蛙或蟾蜍

实验器材

蛙类手术器戒一套、1%肝素林格液、0.1%组胺林格液、中分子右旋糖酐液、林格液。

实验步骤

一.安装蟾蜍动、静脉灌流装置

将3套10ml输液器挂在输液架上，灌流杯距蟾蜍约30cm。

向输液器中分别加入10ml的0.1%组胺林格液、中分子右旋糖酐液、林格液，依次打开调节器驱尽麦菲管以下部分的气泡，最后以林格液充满输液管道和动脉插管，旋紧调节器备用。

二.蟾蜍体循环灌流系统的制备

1.毁髓

2.固定，开胸

3.插动脉插管

4.插排液管

三.灌流

1.在蟾蜍背部穿过一根丝线，结扎躯干，灌入林格液8ml,记录出入。

2.关闭林格液，灌入中分子右旋糖苷8ml,记录出入。

3.关闭中分子，灌入组胺液2ml，关闭。

再灌入林格液8ml，记录出入。

注意事项

1.结扎左主动脉前要先肝素化，心室收缩时注射1%肝素0.2ml，防止血液凝固。

2.安装灌流装置时，要使麦菲管以下全部充满林格液，不能留有气体。

操作步骤

安装灌流装置（以林格液充满输液管道和动脉插管）毁髓固定开胸分离左主动脉穿线2条，注射1%肝素0.2ml，动脉插管（结扎近心，插管向远心）滴注林格液10滴/分，插入排液导管，灌流（包括结扎躯干后灌入林格液8ml;灌入中分子右旋液8ml;灌入组胺液2ml、再灌入林格液8ml，每次均记录出入。

实验六

缺氧（实验性缺氧及影响机体缺氧耐受性因素）

实验原理

1.通过腹腔注射中枢兴奋剂（可拉明）和抑制剂（乌拉坦）改变中枢神经活动状态。

加一新生小鼠，以存活时间为指标，观察小鼠对缺氧的耐受性

2.在高浓度co环境下，促使动物体内形成大量HbCO，导致血液性缺氧。

3.腹腔注射过量亚硝酸钠，动物体内形成大量高铁血红蛋白，引起血液性缺氧。

实验目的

1.复制低张性、血液性缺氧的动物模型。

2.观察不同类型缺氧时呼吸和皮肤粘膜及脏器的颜色变化。

实验器材和试剂

缺氧瓶5个；试管（50ml）1个；试管夹1个；酒精灯1个；一氧化碳连接条1个；鼠笼1个；；治疗盘1个；1ml注射器4个；手术剪1个；手术镊1个；

火柴＋电子秤+称重盒（讲台上放，共用）

10%乌拉坦【0.1ml/10g】；10%可拉明【0.2ml/10g】；生理盐水【0.4ml/只】；

5%亚硝酸钠【0.3ml/只】；甲酸；浓硫酸；5ml注射器2个（讲台上放）

实验动物小白鼠8只；新生鼠1只。

实验内容

1.年龄及中枢神经功能状态不同对缺氧耐受性的影响

2.一氧化碳中毒性缺氧

3.亚硝酸盐中毒性缺氧

4.不同类型缺氧时血液及脏器颜色比较

5.年龄及中枢神经功能状态不同对缺氧耐受性的影响；称重后腹腔注射。

实验结果

实验结果

10%乌拉坦

10%可拉明

生理盐水

新生小鼠

呼吸变化

皮肤颜色

活动变化

死亡时间

一氧化碳中毒性缺氧将小白鼠放入广口瓶,观察皮肤及黏膜颜色后与气体发生器相连；取甲酸3ml+浓硫酸1ml，生成一氧化碳；观察小白鼠皮肤及黏膜颜色,直至死亡。

实验结果

CO中毒前

CO中毒早期

CO深度中毒

呼吸变化

皮肤颜色

活动变化

死亡时间

亚硝酸盐中毒性缺氧

1.取1只小鼠，观察皮肤颜色后，腹腔注射，5%亚硝酸盐0.3ml。

2.观察注射药物后鼠的呼吸及皮肤颜色变化。

3.记录小鼠的死亡时间

不同类型缺氧时血液及脏器颜色比较

1.拉颈椎处死正常小白鼠1只。

2.剪开以上死亡小白鼠（低张性缺氧小鼠、CO中毒性缺氧小鼠、亚硝酸盐中毒性缺氧小鼠）胸、腹腔，观察血液及内脏的颜色，并与正常小鼠进行比较。

注意事项

1.注射药量要准确，腹腔注射选左侧，以免损坏肝脏。

2.缺氧装置瓶塞要密闭。

3.制备CO，切记向试管中先加甲酸，后加硫酸。

预习下次内容

清点器材准备操作

实验七

家兔急性右心衰竭

（心血管活动的生理调节及实验性心力衰竭）

实验目的

1.复制家兔急性右心衰的动物模型。

2.观察心衰时的各项生理指标（呼吸、血压、心率、中心静脉压）

3.探讨家兔急性右心衰的发病机制。

实验原理

1.注入栓塞剂增加右心后负荷

2.快速输液增加右心前负荷

实验动物

家兔1只

实验器材

手术器械一套

实验试剂

20%乌拉坦【5ml/kg】；0.1%肝素生理盐水；0.3%肝素生理盐水【2ml/kg】；生理盐水；液体石蜡【1ml/只】。

实验步骤

1.称重耳缘静脉注射20%乌拉坦【5ml/Kg】

2.检查麻醉深度

3.仰卧位固定，剪毛备皮

4.分离气管、颈总动脉和另一侧颈外静脉，分别穿线备用，颈部正中甲状软骨下方皮肤剪一小口，然后向上下竖直剪开，开口约5-6厘米。

钝性分离颈前肌群。

5.耳缘静脉注射0.3%肝素溶液【2ml/kg】

6.插管分别进行气管、颈总动脉和颈外静脉插管。

气管插管，颈总动脉插管先结扎颈总动脉的远心端。

然后用动脉夹夹住动脉的近心端，在其间靠远心端处剪V形口，向近心端插入动脉插管。

结扎固定。

记录血压变化，另一侧颈外静脉插管，结扎颈外静脉的远心端，剪口，向心脏方向插入静脉导管，结扎固定，以10滴∕分的速度缓慢输液。

记录中心静脉压。

7.记录心衰前生理指标：

用湿纱布覆盖颈部切口，让动物稳定5分钟，记录心衰前生理指标：

呼吸（次/min）；心率（次/min）；血压（mmHg）；中心静脉压（cmH2O）。

8.静脉注入液体石蜡

从耳缘静脉缓慢注入液体石蜡【1ml/只；0.1ml/分钟】，大约10分钟才能注射完。

同时密切观察血压和中心静脉压，如果血压和中心静脉压改变后又恢复到正常水平时，可再缓慢注入液体石蜡，直至石蜡注射完或血压下降10-20mmHg，或中心静脉压明显升高并稳定为止。

液体石蜡输入总量不得超过0.5ml/Kg。

记录静脉注入液体石蜡后呼吸、心率、血压、中心静脉压等指标。

9.静脉快速输液：

5分钟后，从静脉插管快速输入生理盐水【5ml/Kg/分钟】，同时记录下列实验数据：

呼吸、心率、血压、中心静脉压。

每增加25ml/kg输液量（相当于每5分钟一次），记录各项指标，直至死亡。

10.动物解剖观察

动物死亡后用手挤压胸壁，观察气管插管内有无分泌物溢出。

打开胸、腹腔，观察有无胸、腹水，记录胸、腹水水量；观察心脏各腔的体积。

观察肝、脾等腹腔脏器有无水肿。

实验结果

实验前

注射石蜡后

快速输液后

收缩压

舒张压

中心静脉压

呼吸频率

心率

BL-410生物机能实验系统

需要掌握的是:

1.主菜单:

输入实验人员名单，定标调零

2.输入信号：

四个通道的生物信号的选择

3.实验项目：

实验项目的选择

4.实验标记：

实验标记的编辑

5.刺激器：

刺激器参数的设置

实验步骤

称重-麻醉-固定-颈部备皮-分离气管（穿一根线）、颈总动脉及颈外静脉（分别穿两根线）-耳缘静脉注射肝素2ml/-气管插管颈总动脉插管（远心端结扎、近心端夹闭）另一侧颈外静脉插管（远心端结扎、近心端夹闭）10滴∕分输液记录心率、呼吸、血压、中心静脉压、耳静脉注射1ml石蜡，再次记录上述指标快速输液5ml/Kg/分钟，每增加25ml/kg输液量测各项指标一次,直至动物死亡。

实验八

家兔失血性休克

实验目的

1.复制失血性休克动物模型。

2.观察休克时的各项生理指标（呼吸、血压、心率等），及抢救后各项指标的变化。

3.探讨失血性休克的发病机制。

实验原理

1.采用动脉放血的方法，引起组织灌流量急剧减少，重要脏器灌流不足，微循环障碍。

2.通过及时回输血液和补液，有效补充血容量，抢救休克。

实验动物

家兔1只

实验器材

手术器械一套

实验试剂

20%乌拉坦【5ml/kg】；0.1%肝素生理盐水；1%肝素生理盐水【1ml/kg】；生理盐水。

实验步骤

1.称重

2.麻醉耳缘静脉注射20%乌拉坦【5ml/Kg】，检查麻醉深度。

3.仰卧位固定，剪毛备皮

4.分离气管、一侧的颈总动脉和颈外静脉，分别穿线备用颈部正中甲状软骨下方皮肤剪一小口，然后向上下竖直剪开，开口约5-6厘米。

钝性分离颈前肌群。

5.耳缘静脉注射1%肝素溶液【1ml/kg】

6.插管分别进行气管、颈总动脉和颈外静脉插管。

气管插管

在甲状软骨下0.5cm处剪一横切口，再向头端剪一纵切口，使成形，向肺脏方向插入Y形气管插管，结扎，再向插管的侧管上打结，连接BL-410，描记呼吸。

颈总动脉插管

先结扎颈总动脉的远心端。

然后用动脉夹夹住动脉的近心端，在其间靠远心端处剪V形口，向近心端插入动脉插管。

结扎固定。

记录血压变化

另一侧颈外静脉插管

结扎颈外静脉的远心端，剪口，向心脏方向插入静脉导管，结扎固定，以10滴∕分的速度缓慢输液。

记录中心静脉压。

7.观察记录放血前生理指标：

观察记录内容包括：

一般状况、皮肤黏膜的颜色、呼吸、血压、心率、中心静脉压等，并记录。

8.放血打开三通的侧管，从颈总动脉缓慢放血至一空瓶中【放血量为20ml∕kg】，维持5分钟；

观察记录放血后皮肤黏膜、呼吸、心率、血压、中心静脉压等指标的变化。

9.抢救将放出的血液快速从静脉回输，再输入与失血量相等的生理盐水【150滴∕分】；观察输血输液抢救后动物皮肤黏膜、呼吸、心率、血压、中心静脉压等指标的改变。

实验结果

放血前

放血后5min

抢救后

收缩压

舒张压

 Ü

脉压差

Ü

中心静脉压

呼吸幅度

呼吸频率

心率

《药理学》实验讲稿

实验九

影响药物作用的因素

前言

1.应穿工作服。

2.保持环境的安静，以免动物受惊吓激怒而咬人

3.捉拿动物后切记将盖盖好，以免动物逃跑，咬伤人或其它物品（如电源线）

4.未经老师同意不许使用电脑，不许随意开启电脑，更不许添加或删除程序。

一经发现将严肃处理。

5.每个实验小组，排一名代表到503室领取实验物品，当面清点.如有误，及时更正。

实验结束清洗干净实验物品后到领取物处还取实验物品。

6.班长或学习委员安排值日生，经老师验收签字后方可离去。

7.垃圾口分别在走廊东西头北墙（铁盖）处。

8.实验报告应在下次实验前由学习委员收齐后交给实验老师。

实验室规则

遵守纪律，因故外出或早退应向老师请假。

进实验室必须穿隔离衣。

实验时应严肃认真，不进行与实验无关的活动。

实验者必须先熟悉仪器使用要点，仪器损坏或失灵，应请老师修理或调换。

违章操作致使仪器损坏者，应按章赔偿。

实验器械，用后洗净擦干，如数归还。

若有损坏或遗失，应及时报告，酌情赔偿。

爱护公物，节约器材、药品和动物。

实验物品不得擅自带离实验室。

实验结束，将本组实验器材和桌凳收拾干净，将动物尸体及污物投放指定处。

实验室由各组轮流打扫，保持整洁。

药理学实验的基础知识

（一）实验动物的标记

（二）实验动物（大、小鼠）的捉持和给药方法

（三）实验动物给药量的计算

（四）实验记录、实验结果的整理和实验报告的写作

（五）实验动物的处死方法

1、实验动物的标记

•大、小鼠和白色家兔的标记常用3－5％黄色苦味酸溶液涂于皮毛上标号。

常用的方法：

•1号——左前腿2号——左腰部

•3号——左后腿4号——头部

•5号——正中6号——尾根部

•7号——右前腿8号——右腰部

•9号——右后腿10号——不标记

2、小鼠的捉持和给药方法

⑴ig:

一般给药量为0.1～0.3ml/10g。

⑵H:

一般给药量为0.05～0.2ml/10g。

⑶ip:

一般给药量为0.1～0.3ml/10g。

⑷im:

一般每腿不超过0.1ml。

⑸iv（尾静脉）：

一般给药量为0.1～0.2ml/10g。

2、大鼠的捉持和给药方法

实验动物的给药剂量一般按mg/kg（有时也用g/kg）。

为了方便，大鼠和豚鼠可按每100g计算,小鼠可按每10g计算。

那么，给药剂量=药物浓度×给药体积。

例：

小白鼠体重22g，ip盐酸吗啡10mg/kg，药物浓度0.1%，应注射多少？

计算方法：

0.1%=0.1g/100ml=100mg/100ml=1mg/ml

10mg/kg→10ml/kg

22g→0.022kg

10ml/kg×0.022kg=0.22ml

或：

10ml/kg→0.1ml/10g

给药量：

0.1ml/10g×（2.2×10g）[小鼠体重]=0.22ml

3、实验记录的内容和实验报告的整理

实验记录一般应包括：

（1）时间、天气、温度

（2）实验标本：

如动物的种类、体重、标记和标号等。

（3）实验药物：

如药物的来源、批号、剂型、浓度、剂量及给药途径等。

（4）实验进程、步骤及方法的详细记录。

（5）观测指标的变化或原始描记图纸的资料。

每次实验必须随时做记录。

告一段落后对所获结果进行整理，画出必要的表格进行统计、分析做出结论。

实验报告的写作

实验报告一般应包括：

[实验目的]

[实验材料]包括仪器、药品和动物。

[实验方法]简明扼要的叙述，关键步骤写清。

[实验结果]根据实验获得的数据进行整理、归纳、分析和对比。

[讨论]包括对实验结果的分析、思考题的探讨、实验方法及实验中出现异常现象的分析、认识、体会和建议等。

[结论]

实验动物的处死

1、颈椎脱臼法

2、空气栓塞法

3、击打法

4、断头法

1、颈椎脱臼法

此法常用于小鼠。

用左手拇指、食指或镊子用力压住小鼠的后头部，同时用右手抓住鼠尾用力向后上方牵拉，使之颈椎脱臼，鼠立即死亡。

2、空气栓塞法

此法常用于家兔的处死。

用注射器将空气快速注入静脉，可使动物立即死亡。

3、击打法

适用于较小的动物，如家兔、大鼠和小鼠等。

提起动物的尾部，用力敲击动物头部，或用要木锤打击头部，致使动物死亡。

4、断头法

此法适用于蛙、蟾蜍、小鼠和大鼠。

用剪刀将动物头部剪断，由于脊髓分离且大量出血，动物很快死亡。

二、药理学总论实验

（一）药物剂量对药物作用的影响

（二）给药途径对药物作用的影响

（三）药物的拮抗作用

㈠药物剂量对药物作用的影响

实验目的了解药物剂量与药物作用的关系。

实验材料小白鼠、鼠笼、注射器及针头、小烧杯、0.05%、0.4%和1%的戊巴比妥钠溶液。

实验方法取小鼠3只，分别标记，称重，观察其一般活动状态和痛觉反应。

然后分别ip不同浓度的戊巴比妥钠溶液